Les cas de tuberculose à culture positive
entre 1972 et 1995
à la Pitié-Salpêtrière

David Trystram

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Table des matières

Introduction

En 1993, l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) a déclaré que la tuberculose était une urgence absolue. C’était la première fois dans l’histoire de l’OMS qu’une telle déclaration d’urgence était faite. Dans le contexte mondial d’extension rapide de la pandémie mondiale d’infection par le virus de l’immunodéficience humaine (VIH), la déclaration de l’OMS se justifie pleinement en raison de l’accroissement régulier du nombre de cas de la tuberculose à l’échelle mondiale, de la fréquence des échecs thérapeutiques et de l’augmentation de la résistance aux antibiotiques qui en résultait.

Même dans les pays industrialisés où la tuberculose paraissait maîtrisée et le nombre de cas annuels de tuberculose régressait de 6 à 8% par an depuis l’introduction de l’isoniazide en 1952, on a assité à un arrêt de la régression, voire même à une augmentation du nombre des cas. Dans ces pays, il est convenu de rapporter l’excès de cas observés par rapport aux cas prévus à plusieurs facteurs : la pandémie d’infection à VIH, l’immigration d’un nombre important de sujets en provenance des pays à forte endémie et les difficultés socio–économiques qui frappent une proportion notable de la population.

C’est dans ce contexte que nous avons analysé l’évolution de la tuberculose à la Pitié–Salpêtrière de 1972 à 1995.

Après avoir relevé tous les cas de tuberculose confirmés par culture, nous avons étudié l’évolution annuelle de leur nombre, de leurs caractéristiques cliniques et démographiques, de leur sensibilité aux antibiotiques et leurs relations avec la séropositivité pour le VIH. Bien que le nombre et la nature des cas de tuberculose hospitalisés soient le reflet biaisé de la situation réelle dans la population générale, leur étude à la Pitié-Salpêtrière se justifie pour plusieurs raisons  : le diagnostic bactériologique de la tuberculose a reposé sur des techniques restées similaires durant la période considérée, les informations cliniques et démographiques ont été recueillies de façon prospective et standardisée et, finalement, le rôle de la Pitié-Salpêtrière a été capital dans la prise en charge des malades atteints de SIDA. L’étude entreprise confirme les principales caractéristiques actuelles de la tuberculose en France et apporte nombre d’éléments nouveaux en rapport avec la co-infection à M.tuberculosis et VIH.

Chapitre 1          Rappels

1.1  La maladie, le bacille

La tuberculose a été décrite depuis le temps d’Hippocrate sous le terme grec de <<phtisis>>, avec une connotation de dépérissement progressif des malades qui en étaient atteints. Aristote avait soupçonné sa nature contagieuse, observant <<l’air pernicieux>> et la <<production de maladie>>. Cependant, la tuberculose n’a été reconnue comme problème majeur de Santé publique qu’à partir de la révolution industrielle. Au 18eme et au 19eme siècle la tuberculose était responsable de 25% des décès dans les villes européennes [32].

Le caractère microbien de la tuberculose, soupçonné dès 1865 par Villemin, a été formellement démontré en 1882 par Robert Koch qui colore et fait pousser le bacille responsable sur sérum coagulé. La même année,   Ehrlich met en évidence son acido–alcoolo–résistance qui est révélée dès 1883 par la méthode de coloration de Ziehl et Neelsen. En 1887, Nocard et Roux montrent que l’addition de glycérine stimule la croissance du bacille. En 1889-1890, les travaux de Rivolta et de Maffucci conduisent à différencier le bacille tuberculeux aviaire du bacille tuberculeux humain et, en 1896, ceux de Theobald Smith, le bacille tuberculeux bovin du bacille tuberculeux humain. Les bacilles tuberculeux pathogènes, humain, bovin et aviaire, sont dès lors individualisés.

De nombreux bacilles acido–alcoolo–résistants présents dans l’environnement, appelés bacilles paratuberculeux, sont également décrits. En 1953, Buhler et Pollak découvrent le pouvoir pathogène occasionnel de certaines espèces de bacilles paratuberculeux, qui changent de nom et s’appellent désormais mycobactéries atypiques.

De 1908 à 1920, Calmette et Guérin mettent au point le vaccin qui porte leurs noms, le bacille de Calmette et Guérin (BCG), employé pour la première fois en 1921. En 1944, Waksman découvre la streptomycine, premier antibiotique actif sur le bacille tuberculeux. Puis viennent, en 1949, l’acide para-amino-salicylique (PAS), en 1952, l’isoniazide et, après plusieurs autres antibiotiques d’intérêt secondaire, la rifampicine en 1967.

En 1968, enfin, Castets, Boisvert, Grumbach, Brunel et Rist [14] décrivent une variété africaine de bacille tuberculeux, élevée rapidement au titre d’espèce sous le nom de Mycobacterium africanum. D’abord séparés en espèces différentes, M.tuberculosis, M.bovis, et M.africanum, sont maintenant regroupés sous le nom de complexe tuberculosis en raison de plus de 95% de similarité génomique.

1.2  Les mycobactéries du complexe tuberculosis

  1. M. tuberculosis
    1. le bacille  :
      • Agent principal de la tuberculose humaine, M.tuberculosis ne se trouve pas dans la nature en dehors de produits provenant de l’homme infecté. Certains animaux vivant au contact de l’homme peuvent toutefois être contaminés (singe, chien, chat, canaris, perruches…).
      • Sa coloration est acido–alcoolo résistante. Après coloration par la méthode de Ziehl–Neelsen, il se présente comme un bacille rouge de 1 à 4 µ de long sur 0,2 µ de large, légèrement incurvé, à extrémités arrondies  ; il est isolé ou en amas dans les produits pathologiques.
      • Il se multiplie en moyenne toutes les 20 heures sur les milieux de culture enrichis, dont le plus connu est le milieu à l’oeuf de Löwenstein-Jensen additionné de 0,75% à 5% de glycérine. Sur ce milieu, les colonies qui se développent en 3 à 4 semaines ont un aspect caractéristique si le milieu est bien aéré (ni humide, ni desséché)  : sec, verruqueux (rugueuses), en <<chou fleur>>, elles peuvent alors atteindre 5 à 10 mm de diamètre (eugoniques), et sont de couleur crème  ; elles se détachent facilement du milieu de culture et se dispersent mal dans l’eau.
    2. les caractéristiques biochimiques du bacille  :
      • aérobiose stricte
      • catalase thermolabile
      • nitrate réductase positive
      • niacine test positif, par production d’une quantité importante d’acide nicotinique ou niacine
      • résistance à l’hydrazide de l’acide thiophène carboxylique
        (TCH), par opposition à M.bovis qui est naturellement sensible au TCH.
      • sensibilité à 50 mg/ml de pyrazinamide (PZA)
      • pathogène pour le cobaye
    3. les souches anormales de M.tuberculosis  :
      1. souches dysgoniques (qui poussent mal)  :
        • souches résistantes de haut niveau à l’isoniazide
          (>1   mg/1), à culture difficile et lente, parfois nulle sur milieu de Löwenstein–Jensen; meilleure sur milieu à pH acide ou sur milieu enrichi de 0,25% de pyruvate. Lorsque la résistance à l’isoniazide atteint 5 à 10 mg/l, il y a habituellement perte de l’activité catalasique mesurée à la température du laboratoire (22C) et perte de la virulence pour le cobaye.
        • souches d’origine asiatique  : colonies minuscules, à surface lisse ou rugueuse ; caractères biochimiques identiques à ceux de M. tuberculosis de type européen sauf parfois une sensibilité au TCH  ; sa croissance est favorisée par le pyruvate de sodium.
      2. autres souches anormales  :
        • souches isolées à Madagascar : avirulentes pour le cobaye, résistantes à la thiacetazone (Tb l).
        • souches vertes, parcequ’elles métabolisent le vert malachite, antiseptique constituant du milieu de Löwenstein–Jensen.
  2. M.africanum
  3. M. bovis
    Son rôle est actuellement très limité comme agent de la tuberculose humaine en France mais peut être important dans les pays où la tuberculose bovine est fréquente et le lait est consommé cru. Le bacille se transmet à l’homme soit par voie respiratoire en raison des lésions pulmonaires des bovidés, soit par voie digestive en raison des lésions mammaires qui entrainent le passage de bacilles dans le lait. Dans ce cas, l’infection de l’homme se fait par la consommation de lait ou de beurre  ; la primo–infection par M. bovis étant souvent digestive, les localisations humaines extra–pulmonaires sont plus fréquentes qu’avec M.tuberculosis.

1.3  Le diagnostic bactériologique

Le diagnostique bactériologique comprend plusieurs étapes : (1) le prélèvement du produit pathologique, (2) l’examen microscopique (3) la culture, qui est la méthode de référence (4) l’identification (5) et l’antibiogramme auxquelles s’ajoutent les méthodes de détection rapide par amplication génomique par polymérisation en chaine (PCR). Ces dernières méthodes ne seront pas envisagées ici.

  1. Prélèvement des produits pathologiques
    1. sécrétions bronchiques : crachats ou tubages, aspirations bronchiques, crachats après aspiration  : plusieurs prélèvements, au mieux 3 à 7, doivent être faits en raison de l’excrétion intermittente des bacilles.
    2. urines  : au moins 3 prélèvements après restriction hydrique
    3. autres prélèvements  : souvent un seul.
  2. L’examen microscopique est une analyse relativement peu sensible car il faut qu’il y ait au moins 104 bactéries/ml dans le prélèvement pour que l’examen microscopique soit positif.
    1. il se fait après coloration de Ziehl–Neelsen ou après coloration fluorescente (auramine - rhodamine ou auramine-rouge thiazine)
    2. l’acido-alcoolo-résistance est spécifique des mycobactéries mais pas des bacilles de la tuberculose.
    3. est très utile pour le diagnostic des cas les plus riches en bacilles qui sont les plus contagieux et souvent les plus graves (tuberculose pulmonaire cavitaire).
    4. donne des résultats rapides et est d’un coût peu élevé.
    5. les résultats de l’examen microscopique doivent être rendus de manière semi-quantitative pour permettre au clinicien de suivre l’évolution sous traitement.
  3. Culture
    1. la culture se fait classiquement sur milieu de Löwenstein Jensen ou sur milieu gélosé de Middlebrook (Difco agar 7H10, 7H11 ou 7H12).
    2. le temps de culture moyen pour un prélèvement à examen microscopique positif est de 18 jours  ; et pour un prélèvement à examen microscopique négatif, de 28 jours.
    3. conditions de culture  : bonne aération et temps d’incubation suffisant (72 jours) avant de déclarer la culture négative.
    4. Avant l’ensemencement sur les milieux de culture il faut procéder à une décontamination des produits pathologiques provenant de cavités ouvertes  : sécrétions bronchiques, urines… ; L’agent décontaminant utilisé est la soude (à la concentration de 2 à 4% : temps de contact inférieur à 60 minutes). On peut abaisser la concentration de soude à 1% en ajoutant un <<agent mouillant>> : N acetyl cystéine (méthode de Kubica), sodium dodecyl sulfate ou laurylsulfate de sodium (méthode de Tacquet et Tison)  ; Le traitement est alors moins agressif pour les mycobactéries.

      La décontamination est suivie de centrifugation à 3000 g pendant 15 minutes. Un contrôle de la technique de décontamination s’impose  : il faut qu’il y ait 2 à 4% de cultures souillées, pour témoigner que la technique de décontamination est ni trop faible et laisse survivre des bactéries contaminantes, ni trop forte et détruit les bacilles tuberculeux.

    5. les produits pathologiques provenant de cavités fermées (toujours paucibacillaire), qui ne sont pas contaminés, ne doivent pas être décontaminés. Ils doivent être ensemencés en grande quantité, et dans des conditions de parfaite stérilité.
    6. lorsque la culture est difficile, il faut multiplier les milieux de culture ensemencés et diluer le produit pathologique pour diluer les substances inhibitrices.
    7. lecture  : 1 fois par semaine.
    8. rendre les résultats semi–quantitativement pour premettre au clinicien de suivre l’évolution sous traitement.
  4. Identification
  5. Mesure de la sensibilité aux antibiotiques (antibiogramme).
    La mesure de la sensibilité aux antibiotiques de la souche de mycobactérie du complexe tuberculosis vient compléter son isolement et son identification. Elle se fait par la méthode des proportions [6] sur milieu à l’oeuf de Löwenstein–Jensen, sur milieu gélosé 7H10 ou 7H11 ou sur milieu liquide (technique Bactec).

1.4  Physiopathologie et clinique

La maladie tuberculeuse est le plus souvent pulmonaire  : l’infection se fait par inhalation de bacilles virulents qui vont se loger dans l’alvéole pulmonaire où ils sont phagocytés par les macrophages alvéolaires. A ce stade, il n’y a ni expression clinique, ni expression radiologique  : c’est le stade de primo–infection qui se traduit par des phénomènes immunitaires à type d’hypersensibilité retardée avec virage des tests tuberculiniques. L’évolution vers le stade maladie ne se fait, en moyenne, que dans 10% des cas  : il y a alors multiplication intense des bacilles, réactions immunitaires importantes et par suite caséification des lésions (caseum  : lésion spécifique de la tuberculose) qui entraine la nécrose totale des cellules. Les lésions caséeuses solides (nodules) peuvent évoluer vers la liquéfaction et se vider dans les bronches avec formation de cavernes. Les cavernes sont les lésions les plus riches en bacilles (108 bacilles environ), donc les sources de contamination pour l’entourage des malades et sont les plus difficiles à traiter en raison du risque de sélection de bacilles résistants aux antibiotiques. Dans les tuberculoses extra-pulmonaires, qui font suite à une dissémination hématogène des bacilles, les lésions sont presque toujours fermées et peu riches en bacilles. D’autre part, en cas de co–infection par le VIH, la progression vers le stade maladie est souvent accélérée [26], et les localisations extrapulmonaires, qui témoignent d’une dissémination hématogène des bacilles, sont plus fréquentes.

Les signes spécifiques de la tuberculose pulmonaire sont la toux prolongée pendant plus de 15  jours, les hémoptysies et les douleurs thoraciques. Il sont habituellement associés à un ensemble de signes généraux non spécifiques (asthénie, amaigrissement, anoréxie et fièvre vespérale). Ce sont eux qui motivent l’examen radiographique pulmonaire et la recherche de bacilles dans les sécrétions bronchiques.

1.5  Épidémiologie

La recrudescence de la tuberculose dans les pays en développement et dans les pays industrialisés dont la France est devenue un sujet d’inquiétude pour les spécialistes, les politiciens, et le public [2]. Les causes évoquées pour expliquer cette recrudescence sont l’épidémie d’infection par le VIH, la migration importante des populations, et l’augmentation de la résistance à plusieurs antibiotiques antituberculeux [4, 7, 11, 12, 15, 24].

Au début des années 1980, l’intérêt porté à la tuberculose dans les pays industrialisés avait presque totalement disparu pour se porter sur les maladies respiratoires chroniques non transmissibles. On pensait que la régression se poursuivrait et que <<la tuberculose n’était pas ancrée chez l’homme d’une façon permanente et irrévocable>>. La date de l’éradication avait même pu être estimée à l’année 2020 dans les pays développés, si la diminution régulière de 5 à 7,5% de l’incidence annuelle se poursuivait. Ces prédictions ont évidemment généré un grand désintérêt pour la tuberculose dans les pays industrialisés. Ce désintérêt a maintenant disparu en raison de l’arrêt de la régression de la tuberculose dans la majorité de ces pays.

Dans les pays en développement, la tuberculose reste une des maladies dont la morbidité et la mortalité sont les plus élevées. L’OMS estime que 1,7 à 2 milliards d’êtres humains [2] sont infectés par M. tuberculosis et que, chaque année, 7 à 8 millions d’entre eux font une tuberculose maladie, et presque 3 millions en meurent (tableau  1.1).


Tableau 1.1: La tuberculose dans le monde  : estimation OMS pour l’année 1990
 
RégionPopulation infectéeNouveaux casDécès
(million)  
Afrique1711 400 000660 000
Amériques1117560 000220 220
Méditérranée orientale52594 000160 000
Sud–Est asiatique24262 480 000940 000
Pacifique occidental5742 560 000960 000
Europe et autres pays
industrialisés3382410 00040 000
Total1 7228 004 0002 910 000
1
sans États–Unis et Canada
2
sans Australie, Japon et Nouvelle–Zélande
3
État–Unis, Japon, Australie, Nouvelle–Zélande

1.6  Résistance aux antibiotiques

En 1947, dès les premiers mois qui ont suivi l’introduction de la streptomycine, la majorité des malades atteints de tuberculose pulmonaire excavée traités par streptomycine seule ont vu leurs bacilles devenir résistants à cet antibiotique [20, 12]. Le même phénomène s’est reproduit avec les antibiotiques découverts ultérieurement, isoniazide, éthambutol, rifampicine, chaque fois qu’ils ont été prescrits seuls (souvent successivement) pour le traitement de la tuberculose pulmonaire excavée. En revanche, l’acquisition de la résistance au cours du traitement est restée exceptionnelle chez les malades atteints de tuberculose miliaire ou de tuberculose méningée et, de façon générale, chez les malades atteints de tuberculose paucibacillaire. L’acquisition de la résistance est donc liée, non seulement à l’administration d’un seul antibiotique, mais aussi à l’abondance de la population bacillaire , beaucoup plus qu’à la gravité clinique de la maladie. La résistance résulte de la sélection par monothérapie des mutants résistants présents au sein de la population bacillaire initialement sensible. L’administration simultanée de plusieurs antibiotiques étant capable d’empêcher la sélection de mutants résistants de M. tuberculosis, la polychiomothérapie est la règle en tuberculose [33]. La résistance secondaire (à un traitement antérieur) est donc la conséquence d’une erreur thérapeutique.

On lui oppose la résistance primaire qui est celle que l’on observe chez des malades infectés par une souche déjà résistante. La résistance primaire est une résistance transmise, tandis que la résistance secondaire est une résistance acquise.

Chapitre 2          Matériel et Méthodes

2.1  L’hôpital

Le groupe hospitalier formé par la fusion dans les années 1960 de l’hôpital de la Pitié et de l’hôpital de la Salpêtrière est un centre hospitalo-universitaire de 2 300 lits comprenant toutes les spécialités médicales et chirurgicales, et qui est situé dans le 13eme arrondissement de Paris.

2.2  Les malades

Tous les malades hospitalisés dans le groupe hospitalier Pitié–Salpêtrière entre 1972 et 1995 et atteints de tuberculose à culture positive ont été inclus dans notre étude. Pour tous ces malades, les informations sur les caractéristiques démographiques (âge, sexe, pays de naissance), les antécédents thérapeutiques, l’état clinique actuel et les maladies associées ont été analysées. Les malades n’ayant pas de statut VIH défini (<<non testés>>) ont été considérés comme ayant une sérologie VIH négative.

Les cas de tuberculose ont été classés en fonction de leurs antécédents thérapeutiques selon la classification recommandée par l’Organisation Mondiale de la Santé [33]  :

  1. Nouveau–cas  : tuberculose chez un malade qui n’a jamais été traité ou qui a pris un traitement antituberculeux pendant moins d’un mois.
  2. Rechute  : tuberculose chez un malade qui a déjà été traité et a été considéré comme guéri à l’issue d’un premier traitement.
  3. Échec  : tuberculose restant positive à l’examen microcopique et / ou à la culture après plus de 5 mois de traitement ou redevenue positive au cours du traitement après une période plus ou moins courte de négativation (ou d’interruption de traitement). Les cas de rechute et d’échecs ont été regroupés dans notre étude.
  4. Cas chronique  : tuberculose restant positive à l’examen microcopique ou en culture après un deuxième traitement pris sous surveillance.

2.3  Diagnostic bactériologique

Chaque prélèvement a été analysé de manière similaire depuis 1972 selon les techniques suivantes  :

  1. Examen microscopique après coloration fluorescente à l’auramine.
  2. Décontamination des produits pathologiques provenant de cavités ouvertes par la méthode au lauryl–sulfate de sodium, et à partir de 1992 par la méthode à l’acétyl cystéine sodique.
  3. Culture sur milieu de Löwenstein–Jensen.
  4. Identification  : par épreuves biochimiques, complétées depuis 1992 par l’hybridation génomique avec les sondes spécifiques Accuprobe.
  5. Antibiogramme par la méthode des proportions
    1. étude systématique de la sensibilité à la streptomycine (SM), l’isoniazide (INH, la rifampicine (RMP), et l’éthambutol (EMB).
    2. complétée par l’étude de la sensibilité à d’autres antituberculeux en cas de résistance à un des antituberculeux majeurs (sauf streptomycine).

Les résultats bactériologiques pris en compte sont ceux des prélèvements respiratoires ou extra–respiratoires les plus riches en bacilles. Un seul prélèvement a été pris en compte par malade, sauf en cas de tuberculose mixte pour lesquels le prélèvement respiratoire le plus riche et le prélèvement extra–respiratoire le plus riche en bacilles ont été pris en compte. Les prélèvements pleuraux ont été classés avec les prélèvements respiratoires.

2.4  Méthode de recueil et d’analyse des données

Les données démographiques et cliniques ainsi que les données sur les antécédents de traitement ont été recueillies prospectivement lors de l’hospitalisation de chaque malade en remplissant un questionnaire standardisé. Les données concernant le type de prélèvement adressé au laboratoire, les résultats de l’examen microscopique et de la culture ainsi que l’antibiogramme ont été notés sur chaque fiche.

Toutes les informations ont été rétrospectivement informatisées (voir en annexes, figure  6.1, page  ??) et analysées en utilisant le logiciel Epi Info (version 6.03, CDC, Atlanta, USA). Le test de χ2 a été utilisé pour comparer les données catégorielles, le test de χ2 de tendance pour analyser l’évolution de la résistance du bacille tuberculeux aux antibiotiques de 1972 à 1995.

Chapitre 3          Résultats

3.1  Données démographiques et cliniques

Entre 1972 et 1995, 4 436 cas de tuberculose à culture positive ont été hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière, soit une moyenne de 185 cas par an. Le nombre de cas hospitalisés n’est pas resté stable durant cette période. Il a régressé de 9,8% par an de 1972 à 1983 (281 cas à 153 cas), et est ensuite resté pratiquement stable (figure  3.1) puisqu’il n’a régressé que de 0,07% par an de 1984 (153 cas) à 1995 (130 cas).

Le fort ralentissement de la régression annuelle depuis 1983 s’explique en partie par l’augmentation progressive du nombre de cas de tuberculose chez les sujets séropositifs pour le VIH.Mais celle–ci ne compense pas complètement l’<<excès>> de cas observés à la Pitié–Salpêtrière par rapport aux cas prévus si la régression avait continué comme par le passé.

L’analyse des données concernant le pays d’origine des malades, leur âge et leur sexe, et leur relation avec la séropositivité pour le VIH tentera d’apporter une explication plus complète à l’arrêt de la régression du nombre de cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière depuis 1983.


Figure 3.1: Évolution du nombre de cas de tuberculose à culture positive à la Pitié–Salpêtrière de 1972 à 1995

3.1.1  Cas de tuberculose selon le pays de naissance

Sur les 4 436 cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière entre 1972 et 1995, 2 417, soit 54,5%, étaient nés en France et les 2 019 autres, soit 45,5%, étaient nés hors de France. Les plus forts contingents de cas nés hors de France sont représentés par les 832 sujets d’Afrique sub–saharienne, soit 18,7% et par les 637 sujets nés dans le Maghreb, soit 14,4%. Comme le montre le tableau  3.1, ils sont suivis par les 273 sujets nés en Asie et les 133 sujets nés dans un autre pays d’Europe que la France.


Tableau 3.1: Répartition des cas de tuberculose selon le pays de naissance
 
Pays de naissanceNombre%
France2 41754,5
Europe1333,0
Maghreb63714,4
Afrique Sub–Sahararienne83218,7
Asie2736,1
Europe de l’Est711,6
Amérique431,0
Autres50,1
Inconnu250,6
Total4 436100

La proportion des cas de tuberculose nés en France et des cas nés hors de France n’est pas restée constante entre 1972 et 1995. En 1972, 61% des cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière étaient nés en France. Ce pourcentage est ensuite tombé à 50% jusqu’au milieu des années 1980, puis est resté sensiblement constant ou a légèrement régressé pour, en 1995, atteindre 44% (figure  3.2). Le changement de distribution dans les pays de naissance des cas de tuberculose entre 1972 et 1995 est statistiquement significatif (p<0,001, χ2 de tendance).


Figure 3.2: Évolution de la distribution des cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière selon le pays de naissance

Il faut remarquer aussi que la distribution des cas de tuberculose en fonction des antécédents thérapeutiques est différente lorsque l’on prend en compte le pays de naissance  : parmi les sujets nés en France, la proportion de malades qui ne sont pas des nouveaux cas, qu’ils appartiennent à la catégorie des échecs / rechutes ou des chroniques, est de 21,3% alors qu’elle n’est que de 17% chez les sujets nés hors de France (tableau  3.2). La différence est significative (p<0,0005).


Tableau 3.2: Distribution des cas de tuberculose nés en France et des cas nés hors de France selon les antécédents thérapeutiques
 
 Francehors de France
Antédent thérapeutiqueTotalNombre%Nombre%p
 
Nouveaux cas3 3511 76678,71 58583,00,0005
Echecs / Récidives72142018,730115,70,01
Chroniques84592,6251,30,003
 
Total4 15612 2451001 911100
1
pour 280 malades, le pays de naissance est inconnue

3.1.2  Cas de tuberculose selon l’âge

Globalement, 65% des cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière, ont 35 ans ou plus. La distribution des classes d’âges des malades nés en France est cependant très différente de celle des malades nés hors de France (tableau  3.3). Par exemple, la classe d’âge 15–34 ans n’englobe que 20,4% des malades nés en France, mais 51,6% des malades nés à l’étranger. Cette différence, qui se répercute dans les classes d’âges plus élevées, est statistiquement significative (p<0,001). Elle est une constante dans la distribution des cas de tuberculose dans toutes les statistiques françaises et européennes et reflète sans nul doute à la fois le plus jeune âge des sujets immigrés et leur plus grand risque d’exposition à la tuberculose dans leur pays d’origine.


Tableau 3.3: Répartition des différentes classes d’âge des cas de tuberculose nés en France et nés hors de France
 
Pays deClasse d’âge (an)
naissanceTotal0 à 1415 à 3435 à 5455 à 7980 à 99Inconnue
No.No.No.No.No.No.No.
(%)(%)(%)(%)(%)(%)(%)
 
hors de France2 019131 04060622614120
(100,0)(0,6)(51,6)(30,0)(11,2)(0,7)(5,9)
France2 4178493858687136235
(100,0)(0,3)(20,4)1(35,6)a(28,4)a(5,6)a(9,7)
 
Total4 436211 5331 464913150355
(100,0)(0,5)(34,6)(33,0)(20,6)(3,4)(8,0)
1
p<0,001

3.1.3  Distribution des cas de tuberculose selon le sexe

Sur l’ensemble des 4 436 cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière entre 1972 et 1995, 3 244 malades soit 73,1% étaient des hommes, 1 163, soit 26,3% des femmes et 26, soit 0,6% de sexe inconnu. La proportion des malades de sexe féminin est différente selon le pays de naisssance  : 349, soit 19%, des 2 019 malades nés hors de France et 744, soit 32%, des 2 417 malades nés en France (p<0,001).

Chez les malades nés en France, la proportion d’hommes et de femmes est similaire dans toutes les tranches d’âges, tandis que chez les malades nés hors de France, la proportion des femmes dans la tranche d’âge 15–34 ans est beaucoup plus élevé que dans les autres tranches d’âge.

3.1.4  Cas de tuberculose selon le statut sérologique VIH

Les 4 436 cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière de 1972 à 1995 comportent 294 cas de tuberculose séropositifs VIH et 4 142 cas séronégatifs ou à statut sérologique inconnu. Comme le montre le tableau  3.4, 88,5% des cas séropositifs pour le VIH se répartissent presqu’à égalité dans les deux classes classes d’âge de 15 à 34 ans et 35 à 54 ans. Pour les séronégatifs VIH, seulement 66,1% des cas sont dans ces deux classes d’âge. La différence de distribution dans les classes d’âge entre tuberculeux séropositifs et tuberculeux séronégatifs est significative (p<0,001).


Tableau 3.4: Distribution des différentes classes d’âge des cas de tuberculose en fonction de la séropositivité pour le VIH et le pays de naissance
 
StatutPays deClasse d’âge (an)
VIHnaissanceTotal0 à 1415 à 3435 à 5455 à 7980 à 99Inconnue
 No.No.No.No.No.No.
 (%)(%)(%)(%)(%)(%)
 
VIH(-)total4 142201 4001337895150340
 (100)(0,5)(33,8)(32,3)(21,6)(3,6)(8,2)
VIH(+)total294113312718-15
 (100)(0,3)(45,2)(43,2)(6,1)-(5,1)
 
 
VIH(-)France2 2428417781675136225
 (100)(0,4)(18,6)(34,8)(30,1)(6,1)(10,0)
VIH(-)hors de France1 900129835522014115
 (100)(0,6)(51,7)(29,3)(11,6)(0,7)(6,1)
 
VIH(+)France175-767712-10
 (100)(-)(43,4)(44,0)(6,9)(-)(5,7)
VIH(+)hors de France119157506-5
 (100)(0,8)(47,9)(42,0)(5,0)(-)(4,2)
 

Lorsque la distribution par âge est analysée à la fois selon le statut VIH et le pays de naissance, l’importance de la classe d’âge est encore accrue. Dans la classe d’âge 15–34 ans, on trouve 43,4% des séropositifs VIH nés en France et seulement 18,6% séronégatifs VIH nés en France (p<0,001). Chez les malades nés hors de France, il n’y a pas de différence dans la distribution des classes d’âge selon la sérologie VIH, ce qui est vraisemblablement en rapport avec le jeune âge global des cas de tuberuclose chez les malades nés hors de France.

La proportion des malades considérés comme échecs / rechutes ou chronique n’est pas différente chez les séropositifs et séronégatifs pour le VIH. Cette absence de différence suggère que la prise en charge des tuberculeux séropositifs ne conduit pas plus souvent à des échecs thérapeutiques, au moins chez les malades hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière.

3.1.5  Services d’hospitalisation des cas de tuberculose

Entre 1972 et 1995, 2 327, soit 52,5%, des 4 436 tuberculeux hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière l’ont été dans le Service de Pneumologie. Parmi les malades restants 1 302, soit 24,4%, ont été hospitalisés dans les autres Services de médecine, 442, soit 9,9%, dans les Services de chirurgie et 365, soit 8,2%, dans le service des Maladies Infectieuses.

La distribution des malades dans les différents services n’est cependant pas restée constante durant la période d’observation. La figure  3.3 montre qu’avec le temps, la proportion de malades hospitalisés en chirurgie est restée sensiblement constante tandis qu’elle a diminué en Pneumologie pour passer de plus de 50% à près de 40%. En revanche, on a assisté à une augmentation significative de la proportion des malades hospitalisés dans le Service des Maladies Infectieuses puisque cette proportion est passée de 5% avant 1984 à près de 20% en 1995. Cette augmentation s’explique (tableau  3.5) par le fait que près de 60% des 294 cas de tuberculose séropositifs VIH ont été hospitalisés dans le Service de Maladies Infectieuses et moins de 20% seulement dans le Service de Pneumologie.


Figure 3.3: Distribution des cas de tuberculose dans les différents services de la Pitié-Salpêtrière entre 1972 et 1995


Tableau 3.5: Proportion de cas de tuberculose séropositifs pour le VIH hospitalisés dans les services de la Pitié-Salpêtrière
 
 sérologie VIH positive
ServicesTotalnombre%p
 
Pneumologie2 327 (52,5)58(19,7)-
Autres Médecine1 302 (29,4)46(15,6)0,09
Maladies Infectieuses365 (8,2)176(59,9)<0,001
Chirurgie442 (9,9)14(4,8)0,51
 
Total4 436 (100) 294 (100) 

3.1.6  Localisation de la tuberculose

Les 4 436 cas de tuberculose se répartissent en 3 369 cas à localisation respiratoire, soit 76%, en 768 cas à localisation(s) extra–respiratoire(s), soit 17,3% et 299 cas à localisations mixtes (respiratoire plus extra–respiratoire), soit 6,7%. Le total des localisations extra–respiratoires dont les prélèvements ont donné au moins une culture positive est de 1 120. Les plus fréquentes sont les 386 localisations uro–génitales, soit 34,5% des cas, les 291 localisations ganglionnaires, soit 26%, et les 260 localisations ostéo–articulaires, soit 23,2%. Les moins fréquentes sont les 73 localisations digestives, soit 6,5%, les 72 localisations méningées, soit 6,4%, les 25 localisations péricardiques, soit 2,2% et les 13 bactériémies, soit 1,2%.

Les localisations ganglionnaires et septicémiques sont significativement plus fréquentes chez les malades séropositifs pour le VIH que chez les malades séronégatifs pour le VIH tandis que les localisations osseuses sont significativement plus fréquentes chez les malades séronégatifs.

Globalement, les localisations respiratoires pures et/ou extra–respiratoires pures sont plus fréquentes chez les cas de tuberculoses chez les cas séronégatifs pour le VIH que chez les cas séropositifs. En revanche, les localisations mixtes (tableau  3.6) sont, beaucoup plus fréquentes, 23,8%, chez les malades séropositifs pour le VIH que chez les malades séronégatifs où elles ne sont observées que dans 5,5% des cas (p<0,001).

Parmi les 4 436 cas de tuberculose, les antécédents thérapeutiques sont connus pour 4 153, soit 93,6%. Ceux–ci se répartissent en 3 348 nouveaux–cas, soit 80,6%, 721 cas d’échecs et de rechutes, soit 17,4% et 84 cas chroniques, soit 2%. Parmi les nouveaux–cas, 76% ont une localisation respiratoire pure de la tuberculose (tableau  3.7). Le pourcentage monte à 82,3% pour les échecs / rechutes et 85,6% pour les cas chroniques. La différence de ces 2 derniers groupes avec les nouveaux–cas est statistiquement significative (p<0,05). Elle est, selon toute vraisemblance, la conséquence de la grande richesse en bacilles de la tuberculose respiratoire et donc du plus grand risque d’échec thérapeutique chez les malades ayant une tuberculose respiratoire. En revanche la fréquence des Echecs / Rechutes et des cas chroniques est signifiativement plus faible chez les malades porteurs de localisations extra–respiratoires pure de la tuberculose.


Tableau 3.6: Localisation de la tuberculose en fonction du statut sérologique VIH
 
 Localisation de la tuberculose
 respiratoire extra-respiratoire Mixtes
Sérologie VIHTotalNombre% Nombre% Nombre%
 
Positive294175(59,5) 49(7,7) 70(23,8)1
Négative4 1423 194(77,1) 719(17,5) 229(5,5)a
 
Total4 4363 369(76) 768(17,3) 299(6,7)
1
p<0,001


Tableau 3.7: Localisation de la tuberculose en fonction des antécédents thérapeutiques
 
 Localisation de la tuberculose
 respiratoire extra-respiratoire Mixtes
Cas de tuberculoseTotalNombre% Nombre% Nombre%
 
Nouveaux–cas3 3482 547(76,1)  582(17,3)  219(6,6)
Échecs / Rechutes721593(82,3)1 93(12,8)a 35(4,9)
Chroniques8472(85,6)a 8(9,5)a 4(4,6)
 
Total4 15323 212(77,4) 683(16,5) 258(6,2)
1
p<0,05
2
283 malades n’ont pas d’antécédents thérapeutiques connus

3.2  Données bactériologiques

Les données bactériologiques seront examinées dans l’ordre qui correspond à la séquence normale du diagnostic biologique de la tuberculose  : examen microscopique, culture, identification et mesure de la sensibilité aux antibiotiques.

3.2.1  Examen microscopique

Parmi les 4 436 cas de tuberculose, 2 722, soit 61,4%, ont eu tous leurs prélèvements négatifs à l’examen microscopique et 1 714, soit 38,6%, ont eu au moins un prélèvement positif à l’examen microscopique.

Les prélèvements d’origine respiratoire ont été plus fréquemment positifs à l’examen microscopique que les prélèvements d’origine extra–respiratoire. En additionnant l’ensemble des prélèvements respiratoires des malades ayant une tuberculose respiratoire pure ou mixte, soit 3 668, on note que 1 596 d’entre eux, soit 43,5%, sont positifs à l’examen microscopique. En procédant de la même manière pour les prélèvements extra–respiratoires, on note que seulement 141, soit 13,2% des 1 067 prélèvements des malades ayant une tuberculose extra–respiratoire pure ou mixte, sont positifs à l’examen microscopique. La différence de positivité est significative et reflète la plus grande richesse bacillaire de la tuberculose pulmonaire.

Le tableau  3.8 analyse les résultats microcopiques des prélèvements respiratoires et extra–respiratoires selon le statut sérologique VIH. Il montre que les prélèvements d’origine extra–respiratoire des malades séropositifs pour le VIH sont significativement (p=0,0002) plus souvent positifs à l’examen microscopique que les prélèvements du même type chez les malades séronégatifs, respectivement 24,4% et 11,8%. En revanche, il n’y a pas de différence dans la positivité de l’examen microscopique des prélèvements respiratoires en fonction du statut sérologique VIH.


Tableau 3.8: Résultat de l’examen microscopique des prélèvements selon la localisation de la tuberculose et de la sérologie VIH
 
TotalMalades VIH négatif Malades VIH positif
NoTotalM0 1M+2 TotalM0M+
Prélèvement  No.No.  No.No.p
 (%)(%)(%)  (%)(%)
 
respiratoire33 6683 4231 9321 491 2451401050,88
 (100)(56,5)(43,5) (100)(57,1)(42,9)
 
extra-
respiratoire 41 067948836112 11990290,0002
 (100)(88,2)(11,8) (100)(75,6)(24,4)
 
total4 7354 3712 7681 603 364230134 
 (100)(63,3)(36,7) (100)(63,2)(36,8)
1
examen microscopique négatif
2
examen microscopique positif
3
prélèvements respiratoires des malades avec tuberculose respiratoire pure et mixte
4
prélèvements extra–respiratoires des malades avec tuberculose extra–respiratoire pure et mixte

3.2.2  Culture

Les 4 436 cas de tuberculose étudiés sont, par définition, tous confirmés par culture. Pour analyser la richesse de la culture en fonction du résultat positif ou négatif de l’examen microcopique, le prélèvement le plus riche dans chaque localisation a été pris en compte. En d’autres termes, Nous avons pris en compte un seul prélèvement pour les tuberculoses à localisation respiratoire pure, un seul prélèvement pour les tuberculoses à localisation extra–respiratoire unique et autant de prélèvements qu’il y avait de localisation en cas de tuberculose à localisations multiples à culture positive. Il en résulte que la corrélation entre les résultats de l’examen microscopique et ceux de la culture porte sur 4 775 prélèvements (tableau  3.9). Comme on pouvait le prévoir, la richesse de la culture exprimée en nombre de colonies est beaucoup plus grande en cas de prélèvement à examen microscopique positif (86,4%) qu’en cas de prélèvement à examen microscopique négatif (15,4%).


Tableau 3.9: Richesse de la culture de l’ensemble des prélèvements positifs en fonction du résultat de l’examen microscopique
 
 Richesse de la culture
Total1 à 99plus de 100
Examen microscopiqueNo. (%)coloniescolonies
 
Négatif3 037 (100)2 568 (84,6)469 (15,4) 
Positif1 737 (100)237 (13,6)1 501 (86,4)1
 
Total4 775 (100)2 805 (58,8)1970 (41,2)
1
p<0,001

Le tableau  3.10 donne la relation entre le nombre des colonies isolées des prélèvements respiratoires et des prélèvements extra–respiratoires en fonction du statut sérologique VIH. Il montre que la proportion de prélèvements respiratoires ayant donné plus de 100 colonies en culture est de 47,1% chez les malades VIH négatifs et de 42,7% chez les malades VIH positifs. La différence n’est pas significative (p = 0,17). En revanche, la proportion de prélèvements extra–respiratoires ayant donné plus de 100 colonies en culture est de 21,6% chez les malades VIH négatifs et 30,5% chez les malades VIH positifs. La différence est significative (p = 0,02) et confirme l’observation faite précédement que les prélèvements extra–respiratoires provenant de malades VIH positifs donnaient plus souvent des examens microscopiques positifs que ceux provenant de malades VIH négatifs.


Tableau 3.10: Nombre de colonies isolées des prélèvements selon leur origine et la sérologie VIH
 
 VIH négatif VIH positif
PrélèvementTotalTotal1–99≥ 100 total1–99≥ 100p
 (%)(%)(%) (%)(%)(%)
 
Respiratoire3 6683 4241 8101 614 2441401040.17
 (100)(52,9)(47,1) (100)(57,4)(42,7)
 
Extra–Respiratoire11 107966757209 14198430,02
 (100)(78,4)(21,6) (100)(69,5)(30,5)
 
Total4 77543902 5671 823 385238147
 (100)(58,5)(41,5) (100)(61,8)(38,2)
1
les 13 hémocultures positives à M.tuberculosis ont été exclues


Tableau 3.11: Distribution des espèces isolées au sein des mycobactéries du complexe tuberculosis
 
Espècesnombre%
M.tuberculosis4 35298,1
M.africanum741,7
M.bovis100,2
Total4 436100,0

3.2.3  Identification

Les 4 436 souches de bacilles tuberculeux isolées ont été identifiées  : 4 352 soit 98,1%, appartenaient à l’espèce M.tuberculosis, 74, soit 1,7%, à l’espèce M.africanum et 10, soit 0,2%, à l’espèce M.bovis (tableau  3.11). Comme on pouvait le prévoir (tableau  3.12), 74,3% des souches de M.africanum ont été isolées de malades dont les pays de naissance étaient en Afrique Sub–Saharienne. La moitié des 10 souches de M.bovis ont été isolées de malades nés en France, 3 de malades originaires du Maghreb et 2 de malades d’Afrique Sub–Saharienne (Madagascar et Sénégal). Ils correspondent à 7 hommes et 3 femmes, tous nouveaux–cas de tuberculose et séronégatifs pour le VIH. Sur les 10 souches de M.bovis, 5 ont été isolées de prélèvements génito–urinaires, 3 de prélèvements ganglionnaires cervicaux, 1 de prélèvement respiratoire (crachat) et le dernier à la fois d’un prélèvement respiratoire (crachat) et d’une ulcération de la langue. Toutes les souches de M.bovis étaient normalement sensibles aux antibiotiques.


Tableau 3.12: Distribution des espèces du complexe tuberculosis selon le pays de naissance
 
PaysEspèce
de naissanceTotal (%)M.tuberculosis (%)M.africanum(%)M.bovis (%)
 
France2 417 (54,5)2 405 (55,3)7 (9,5)5 (50,0)
Afrique
Sub–Saharienne832 (18,8)775 (17,8)55 (74,3)2 (20,0)
Autres1 187 (26,7)1 172 (26,9)12 (16,2)3 (30,0)
 
Total4 436 (100)4 352 (100)74 (100)10 (100)

3.2.4  Résistance aux antibiotiques

Les 4 436 cas de tuberculose ont été classés en trois catégories selon leurs antécédents thérapeutiques  : les nouveaux–cas, les échecs et les rechutes, et les cas chroniques. A ces trois groupes, il faut ajouter celle des malades pour lesquels aucune information sur les antécédents thérapeutiques n’était disponible, soit 238 cas. Il reste donc 4 198 malades pour lesquels les antécédents thérapeutiques sont connus. Il faut soustraire de ce nombre, 92 malades pour lesquels ancun antibiogramme n’a été fait sur la souche de bacille tuberculeux isolé, principalement en raison du décès du malade avant que la culture ne devienne positive.

Finalement les données sur la résistance aux antibiotiques sont disponibles pour 798 souches de mycobactérie du complexe tuberculosis isolées de malades ayant déjà été traités (Echecs / Rechutes et Chroniques) et 3 308 souches isolées de nouveaux–cas. L’étude des premières donne des informations sur la fréquence et la nature de la résistance acquise au cours du ou des traitements antérieurs (résistance secondaire), tandis que l’étude des secondes donne des informations sur la fréquence et la nature de la résistance primaire. Nous étudierons successivement la résistance secondaire et la résistance primaire.

Résistance secondaire

 :

Parmi les 798 souches de mycobactérie du complexe tuberculosis isolées entre 1972 et 1995 de malades ayant déjà été traités, 150 étaient résistantes à au moins l’un des 4 antibiotiques éprouvés, streptomycine (SM), isoniazide (INH), rifampicine (RMP) et éthambutol (EMB), soit un taux global de résistance secondaire de 18,8%. La résistance à l’INH est la plus fréquente : elle s’observe dans 14,3% des cas et est suivie par la résistance à la SM, 11,8% des cas, puis dans 9% des cas par la résistance à la RMP, et 4,3% des cas de résistance à l’EMB (tableau  3.13).

La résistance secondaire à plusieurs antibiotiques est plus fréquente que la résistance à un seul antibiotique. Il y a résistance double à INH+RMP, communément appelée multirésistance, dans 7,6% des cas et une résistance double à INH+SM (sans résistance associée à la RMP) dans 3,8%. La résistance secondaire à un seul antibiotique (INH seulement, SM seulement, ou RMP seulement) ne s’oberve que dans 5,8% des cas.


Tableau 3.13: Nature et fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis
 
Souche de mycobactérieTotal
du complexe tuberculosisNo.(%)
Total testées798(100)
Sensible à tous les antibiotiques648(81,2)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total150(18,8)
    SM194(11,8)
    INH2114(14,3)
    RMP372(9,0)
    EMB434(4,3)
Résistant à  :
    SM seule22(2,7)
    INH seul18(2,2)
    RMP seule8(1,0)
    EMB seul-(-)
    INH+SM (sans RMP)30(3,8)
    INH+RMP61(7,6)
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

La résistance secondaire est plus fréquente chez les malades séropositifs VIH que chez les malades séronégatifs (tableau  3.14). La résistance à au moins un antibiotique s’observe chez 32,4% des malades séropositifs et seulement chez 18,1% des malades séronégatifs (p = 0,04). Fait important, la différence entre malades séropositifs et séronégatifs VIH repose uniquement sur un taux de résistance secondaire beaucoup plus élevé à la RMP, et en particulier à la RMP seule (p = 0,0003). Il n’y a pas en effet plus de multirésistance secondaire (RMP+INH) chez les séropositifs que chez les séronégatifs pour le VIH.


Tableau 3.14: Nature et fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis selon le statut sérologie VIH
 
Totalsérologie VIH
Souche de mycobactérie  négativepositive
du complexe tuberculosisNo. (%) No. (%) No. (%)p
Total testées798 (100) 761 (100) 37 (100)
Sensible à tous les antibiotiques648 (81,2) 623 (81,9) 25 (67,6)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total150 (18,8) 138 (18,1) 12 (32,4)0,08
    SM194 (11,8) 88 (11,5) 6 (16,2)0,45
    INH2114 (14,3) 107 (14) 7 (18,9)0,48
    RMP372 (9,0) 63 (8,3) 9 (24,3)0,004
    EMB434 (4,3) 32 (4,2) 2 (5,4)0,66
Résistant à  :
    SM seule22 (2,7) 21 (2,8) 1 (2,7)-
    INH seul18 (2,2) 17 (2,2) 1 (2,7)0,57
    RMP seule8 (1,0) 4 (0,5) 4 (10,8)0,0003
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)30 (3,8) 29 (3,8) 1 (2,7)-
    INH+RMP61 (7,6) 56 (7,4) 5 (13,5)0,2
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

Contrairement à ce que l’on pouvait escompter, la résistance secondaire n’a pas été observée plus fréquement chez les cas de tuberculose à localisation respiratoire que chez les cas de tuberculose à localisation extra–respiratoire (tableau  3.15) Cette observation est valable pour tous les antibiotiques, y compris RMP à l’exception de l’éthambutol.


Tableau 3.15: Nature et fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis selon la localisation respiratoire ou extra–respiratoire de la tuberculose.
 
Totallocalisation
Souche de mycobactérie  respiratoireextra-respiratoire
du complexe tuberculosisNo. (%) No. (%) No. (%)p
Total testées798 (100) 690 (100) 108 (100)
Sensible à tous les antibiotiques648 (81,2) 562 (81,4) 86 (79,6)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total150 (18,8) 128 (18,5) 22 (20,3)
    SM194 (11,8) 77 (11,1) 17 (15,7)0,09
    INH2114 (14,3) 100 (14,5) 14 (12,9)0,89
    RMP372 (9,0) 64 (9,3) 8 (7,4)0,66
    EMB434 (4,3) 34 (4,9) --
Résistant à  :
    SM seule22 (2,7) 19 (2,8) 3 (2,8)0,74
    INH seul18 (2,2) 15 (2,2) 3 (2,8)0,48
    RMP seule8 (1,0) 7 (1,0) 1 (1,0)1,0
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)30 (3,8) 23 (3,3) 7 (6,5)0,08
    INH+RMP61 (7,6) 57 (8,3) 4 (3,7)0,14
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

La résistance secondaire est plus fréquente chez les malades nés hors de France  : il y a résistance secondaire à au moins un antibiotique chez 23,5% des malades nés hors de France et chez 15,6% des malades nés en France (p = 0,006). Le fait essentiel est que la fréquence plus élevée de la résistance secondaire chez les malades nés hors de France concerne la résistance à l’INH, à la SM et à l’association SM+INH (tableau  3.16) mais pas la résistance à la RMP. Elle s’explique vraisemblablement par l’usage intensif de l’association SM+INH dans le traitement de la tuberculose dans les pays en voie de développement.


Tableau 3.16: Nature et fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis selon le pays de naissance
 
Totalpays de naissance
Souche de mycobactérie  Francehors de France
du complexe tuberculosisNo. (%) No. (%) No. (%)p
Total testées797 (100) 474 (100) 323 (100)
Sensible à tous les antibiotiques647 (81,2) 400 (84,4) 247 (76,5)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total150 (18,8) 74 (15,6) 76 (23,5)0,006
    SM194 (11,8) 41 (8,6) 53 (16,5)0,001
    INH2114 (14,3) 55 (11,6) 59 (18,3)0,01
    RMP372 (9,1) 38 (8,0) 34 (10,7)0,25
    EMB434 (4,3) 13 (2,7) 21 (6,6)0,01
Résistant à  :
    SM seule22 (2,7) 10 (2,1) 12 (3,7)0,25
    INH seul18 (2,2) 10 (2,1) 8 (2,5)0,91
    RMP seule8 (1,0) 6 (1,3) 2 (0,6)0,48
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)30 (3,7) 12 (2,5) 18 (5,5)0,04
    INH+RMP61(7,6) 29 (6,1) 32 (9,8)0,06
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

Finalement, la fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques antituberculeux s’est peu modifiée avec le temps  : légèrement en dessous de 20% en 1972 (19%), elle est légèrement au dessus de 20% en 1995 (24%). La tendance est cependant significative (p = 0,04). L’augmentation globale de la fréquence de la résistance secondaire est principalement liée avec l’augmentation de la fréquence de la résistance à la rifampicine chez les malades séropositifs VIH et la plus grande fréquence de la résistance secondaire à la streptomycine et à l’isoniazide chez les sujets nés hors de France. Quoique statistiquement significative, l’augmentation de la fréquence de la résistance secondaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis observée entre 1972 et 1995 à la Pitié–Salpêtrière reste cependant limitée.

Résistance primaire

 :

Parmi les 3 308 souches de mycobactéries du complexe tuberculosis, isolées de nouveaux cas de tuberculose, 211 sont résistantes à au moins un antibiotique, soit un taux de résistance primaire de 6,4% (tableau  3.17). La résistance à la SM est la plus fréquente  : 165 des 211 souches résistantes le sont au moins à la SM, ce qui représente 5% de l’ensemble des souches éprouvées et 78% des souches résistantes primaires. La résistance primaire au moins à l’INH est observée pour 3% de l’ensemble des souches éprouvées et pour 48% des souches résistantes primaire alors que la résistance primaire à la rifampicine ne s’observe que dans 0,2% des cas. Un peu plus de la moitié des souches résistantes primaire à la SM, 96 sur 165, soit 58,2% sont résistantes à la SM seule. La multirésistance primaire à l’INH+RMP est exceptionnelle, puisqu’elle n’est observée que dans 0,1% des cas alors que la résistance primaire au couple INH+SM est observée dans 1,6% des souches.


Tableau 3.17: Nature et fréquence de la résistance primaire aux antibiotiques dans les mycobactéries du complexe tuberculosis
 
Souche de mycobactérieTotal
du complexe tuberculosisNo.(%)
Total testées3 308(100)
Sensible à tous les antibiotiques3 097(93,6)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total211(6,4)
    SM1165(5,0)
    INH2102(3,0)
    RMP37(0,2)
    EMB46(0,2)
Résistant à  :
    SM seule96(2,9)
    INH seul32(0,9)
    RMP seule3(0,1)
    EMB seul-(-)
    INH+SM (sans la RMP)54(1,6)
    INH+RMP4(0,1)
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

La résistance primaire est significativement plus fréquente (p = 0,0009) chez les malades séropositifs VIH que chez les malades séronégatifs VIH, 12% et 6% respectivement (tableau  3.18). La plus grande fréquence s’observe pour RMP, SM et INH. Le fait particulier, qui avait déjà été observé pour la résistance secondaire, est la plus grande fréquence de résistance primaire isolée à RMP chez les malades séropositifs VIH que chez les malades séronégatifs VIH.


Tableau 3.18: Nature et fréquence de la résistance primaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis selon le statut sérologique VIH
 
Totalsérologie VIH
Souche de mycobactérie  négativepositive
du complexe tuberculosisNo. (%) No.(%) No.(%)p
Total testées3 308 (100) 3 062 (100) 246 (100) 
Sensible à tous les antibiotiques3 097 (93,6) 2 881 (94,0) 216 (88,0)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total211 (6,4) 181 (6) 30 (12)0,0009
    SM1165 (5,0) 143 (4,7) 22 (8,9)0,009
    INH2102 (3,0) 88 (2,9) 14 (5,7)0,02
    RMP37 (0,2) 3 (0,1) 4 (1,6)0,0008
    EMB46 (0,2) 4 (0,1) 2 (0,8)0,06
Résistant à  :
    SM seule96 (2,9) 84 (2,7) 12 (4,9)0,16
    INH seul32 (0,9) 28 (0,9) 4 (1,6)0,29
    RMP seule3 (0,1) 1 (0,03) 2 (0,8)0,001
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)54 (1,6) 46 (1,5) 8 (3,2)0,06
    INH+RMP4 (0,1) 2 (0,06) 2 (0,8)0,03
1
SM=streptomycine
2
INH=isoniazide
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

Aucune différence significative n’est observée dans la nature et la fréquence de la résistance primaire des souches isolées de tuberculose pulmonaire ou de tuberculose extra–pulmonaire (tableau  3.19).


to 15 cm
Tableau 3.19: Nature et fréquence de la résistance primaire aux antibiotiques des mycobactéries du complexe tuberculosis selon la localisation respiratoire ou extra–respiratoire de la tuberculose
 
Totallocalisation
Souche de mycobactérie  respiratoireextra-respiratoire
du complexe tuberculosisNo. (%) No. (%) No. (%)p
Total testées3 308 (100) 2 709 (100) 599 (100)
Sensible à tous les antibiotiques3 097 (93,6) 2 534 (93,5) 563 (94,0)
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total211 (6,4) 175 (6,5) 36 (6,0) 
    SM1165 (5,0) 141 (5,2) 24 (4,0)0,33
    INH2102 (3,0) 83 (3,1) 19 (3,2)0,72
    RMP37 (0,2) 6 (0,2) 1 (0,2)1
    EMB46 (0,2) 5 (0,2) 1 (0,2)1
Résistant à  :
    SM seule96 (2,9) 83 (3,1) 13 (2,2)0,31
    INH seul32 (0,9) 23 (0,8) 9 (1,5)0,1
    RMP seule3 (0,1) 3 (0,8) 0 (1,5)-
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)54 (1,6) 45 (1,6) 9 (1,5)0,88
    INH+RMP4 (0,1) 3 (0,1) 1 (0,2)0,53
1
SM=streptomycine
2
INH=streptomycine
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol

La nature et la fréquence de la résistance primaire selon le pays de naissance des malades sont présentées dans le tableau  3.20. Celui–ci montre que, globalement, la résistance primaire à au moins un des quatres antibiotiques majeurs s’observe pour 4,9% des 1 731 souches de M.tuberculosis isolées de malades nés en France et pour 8% des 1 569 souches de M.tuberculosis isolés de malades nés hors de France. La différence est statistiquement significative (p<0,05). C’est principalement à l’égard de la SM et de l’INH que la résistance primaire est plus fréquente chez les malades nés hors de France que chez les malades nés en France. A l’égard de la RMP et de l’EMB, il n’y a pas de différence dans la résistance primaire selon le pays de naissance. Il est probable que le taux élevé de résistance primaire à l’INH et la SM chez les malades nés hors de France est la conséquence du taux élevé de la résistance secondaire à ces deux antibiotiques chez les malades nés hors de France.

Finalement, comme la résistance secondaire, la fréquence de la résistance primaire aux antibiotiques antituberculeux s’est peu modifiée avec le temps. Entre 1972 et 1995, elle est passée de 8 à 12% (figure  3.4). La tendance est cependant tout à fait significative. Elle semble liée à trois principaux facteurs  : l’apparition relativement récente de la résistance primaire isolée à la RMP chez les malades séropositifs VIH, et la fréquence élevée de la résistance primaire à la SM et l’INH chez les malades nés hors de France. Bien que d’importance limitée, l’augmentation de la fréquence de la résistance primaire suggère que la transmission de bacilles tuberculeux résistants est actuellement une réalité en voie d’aggravation, même s’il n’est pas aisé de déterminer où et dans quelles conditions cette transmission a eu lieu.


to 15 cm
Tableau 3.20: Nature et fréquence de la résistance primaire aux antibiotiques du complexe tuberculosis selon le pays de naissance
 
Totalpays de naissance
Souche de mycobactérie  FranceHors de France
du complexe tuberculosisNo. (%) No. (%) No. (%)p
Total testées3 300 (100) 1 731 (100) 1 569 (100)
Sensible à tous les antibiotiques3 090 (93,6) 1 647 (95,1) 1 443 (92,0) 
Résistant à au moins
    un antibiotique  : total210 (6,4) 84 (4,9) 126 (8)<0,05
    SM1164 (5) 69 (4) 95 (6,0)0,008
    INH232 (1) 38 (2,2) 63 (4,0)0,002
    RMP33 (0,1) 2 (0,1) 5 (0,3)0,5
    EMB46 (0,2) 3 (0,2) 3 (0,2)-
Résistant à  :
    SM seule96 (2,9) 41 (2,3) 55 (3,5)0,055
    INH seul32 (1,0) 10 (0,6) 22 (1,4)0,02
    RMP seule3 (0,1) 2 (0,1) 1 (0,1)1
    EMB seul- - --
    INH+SM (sans RMP)53 (1,6) 21 (1,2) 32 (2,0)0,07
    INH+RMP4 (0,1) 3 (0,2) 1 (0,1)0,62
1
SM=streptomycine
2
INH=streptomycine
3
RMP=rifampicine
4
EMB=éthambutol


Figure 3.4: Résistances primaire et secondaire de M.tuberculosis à au moins un antibiotique majeur (streptomycine, isoniazide, rifampicine et/ou éthambutol) à la Pitié–Salpêtrière de 1972 à 1995

Chapitre 4          Discussion

Cette thèse apporte les caractéristiques démographiques et cliniques des cas de tuberculose confirmés bactériologiquement hospitalisés dans le groupe hospitalier Pitié-Salpêtrière de 1972 à 1995 ainsi que les données bactériologiques qui s’y réfèrent, présence ou non de bacilles acido-alcoolo- résistants à l’examen microscopique des prélèvements, richesse en colonies de la culture, identification de l’espèce mycobactérienne responsable au sein du complexe tuberculosis et sensibilité des bacilles isolés aux antibiotiques. Elle n’est cependant pas la description détaillée et complète de tous les cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière pendant la période considérée parce que seuls ont été pris en compte les malades dont la tuberculose a été bactériologiquement confirmée. Elle reflète la réalité du point de vue du laboratoire de bactériologie.

C’est en effet la mise en évidence de bacilles acido-alcoolo-résistants à l’examen microscopique ou de colonies de mycobactérie du complexe tuberculosis dans les prélèvements pathologiques qui a déclenché, dans le laboratoire, le recueil actif par le laboratoire des informations démographiques et cliniques correspondant aux malades. Ce recueil, fait d’une manière standard sur des fiches préparées à cet effet, a été cependant limité aux informations démographiques et cliniques essentielles. Les données socio- économiques (profession, habitat, statut professionnel, statut familial) bien que fondamentales pour comprendre l’évolution de la tuberculose, en particulier pour les malades en difficultés socio-économiques et pour les malades nés hors de France [30], n’ont pu être recueillies. Ces réserves faites, les informations démographiques et cliniques analysées ont été recueillies sous la direction du même responsable et les méthodes bactériologiques employées sont restées pratiquement similaires au fil des années. Les éventuels changements observés dans la démographie et la clinique des cas de tuberculose et les caractéristiques des souches de bacilles tuberculeux isolées à la Pitié-Salpêtrière de 1972 à 1995 sont donc le reflet réel des changements qui se sont produits dans le recrutement de l’hôpital et non des artefacts liés aux changements des techniques et/ou des responsables et donc résultant d’une appréciation différente d’une réalité constante.

Du point de vue clinique et démographique, la donnée essentielle apportée dans cette thèse est le ralentissement brutal depuis 1983 de la régression régulière de 9,8% par an du nombre de cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière entre 1972 et 1982. Entre 1983 et 1995, la régression n’est plus que de 0,07% par an . Il y a donc depuis 1983 un <<excès>> de cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière par rapport au nombre de cas qui auraient dû être hospitalisés si la régression avait continué comme dans le passé. Ce phénomène correspond presque exactement à celui qui a été observé en France toute entière où la régression annuelle du nombre de cas déclarés a été en moyenne de 7,4% entre 1972 et 1988, puis est restée stable et a été remplacée par une franche augmentation en 1992, 93 et 94 [21]. Il correspond aussi à ce qui a été observé aux Etats-Unis [9] où un <<excès>> de cas a arreté depuis la moitié des années 1980, la régression régulière de la fréquence des cas de tuberculose déclarés.

Le ralentissement de regression des cas de tuberculose a vraisemblablement des causes multiples. A la Pitié-Salpêtrière, environ 1/3 des cas en excès sont des cas de tuberculose chez les malades séropositifs pour le VIH (figure   3.1)  ; on peut estimer qu’il en est sensiblement de même pour la France entière [17] et aux Etats-Unis [9, 32] et à l’échelle mondiale [23, 29]. Le reste de l’excès des cas à la Pitié-Salpêtrière est probablement attribuable à une augmentation du nombre de cas de tuberculose chez les sujets nés hors de France et dans des groupes particuliers de population, toxicomanes, personnes sans domicile fixe, etc. L’absence de recueil de données sociologiques précises sur les cas de tuberculose à culture positive à la Pitié-Salpêtrière ne nous permet pas d’apporter une explication plus précise. Pour les cas issus de la déclaration obligatoire en France et aux Etats-Unis, des interprétations similaires ont été faites avec en plus la possibilité d’une amélioration de l’exhaustivité de la déclaration [21].

Plusieurs autres caractéristiques démographiques et cliniques peuvent aussi être soulignées. La première, abordée dans le paragraphe précédent, est le remplacement progressif parmi tuberculeux hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière des malades nés en France, qui représentaient 60% des cas en 1972 par des malades nés hors de France qui représentaient 1995 près de 60% des cas hospitalisés. Ce phénomène, observé également dans les autres pays européens [22, 30] est la conséquence de l’important flux migratoire en provenance de pays à forte endémie tuberculeuse.

Parmi les cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière de 1972 à 1995, les malades nés hors de France sont plus jeunes que ceux qui sont nés en France. Ainsi, 51,6% des malades nés hors de France sont dans la classe d’âge 15–34 ans alors que seulement 20,4% des malades nés en France sont dans cette même classe d’âge. En revanche, les malades nés en France et séropositifs pour le VIH sont pratiquement tous regroupés à égalité dans les classes d’âge 15–34 ans et 35–54 ans, comme les malades séropositifs nés hors de France.

Contrairement aux idées reçues, la proportion des cas d’échecs/Rechutes et des cas chroniques parmi les malades nés hors de France hospitalisés à la Pitié-Salpêtrière n’est pas plus élevée que celle observée chez les malades nés en France. Il y a tout lieu d’en déduire que globalement, la prise en charge thérapeutique des malades nés hors de France est d’aussi bonne qualité que celle des malades nés en France.

Deux dernières données démographiques et cliniques méritent enfin d’être soulignées. La première, classique, est la plus grande fréquence des localisations tuberculeuses extra–respiratoires chez les malades séropositifs VIH que chez les malades séronégatifs VIH. Mais il est important de noter que ce ne sont pas les tuberculoses extra–respiratoires pures qui sont plus fréquentes mais les tuberculoses mixtes, respiratoire et extra–respiratoire. La seconde donnée est l’importance relative croissante de la proportion des malades hospitalisés dans le service des Maladies Infectieuses. Alors que cette proportion était de l’ordre de 5% entre 1972 et 1983, elle est montée progressivement pour atteindre 18% entre les années 1992 et 1995. Cette montée progressive est principalement due à l’augmentation du nombre de cas de tuberculose chez les séropositifs pour le VIH, puisque 60% d’entre eux sont hospitalisés dans le service des Maladies Infectieuses.

Du point de vue bactériologique, cette thèse apporte des données qui confirment d’abord les données classiques. Ainsi l’examen microscopique des prélèvements à culture positive d’origine respiratoire est plus souvent positif que ceux d’origine extra–respiratoire, respectivement 43,5% et 13,2%. Lorsque l’examen microscopique est négatif et la culture positive, le nombre de colonies isolées est, dans 84,6% des cas, inférieur à 100 colonies alors qu’il est, dans 86,4% des cas, supérieur à 100 colonies lorsque l’examen microscopique est positif.

Parmi 4 436 souches de mycobactéries du complexe tuberculosis isolées, 74 appartenaient à l’espèce M.africanum et 10 à l’espèce M.bovis. Les trois-quarts (74,3%) des souches de M.africanum ont été isolées chez des malades nés en Afrique sub-saharienne. Toutefois, la majorité (93,4%) des malades nés en Afrique sub-saharienne étaient porteurs de souches de M.tuberculosis. Une proportion notable d’entre eux pourraient donc avoir été contaminés en Europe, puisque 25 à 40% des cas de tuberculose au Sénégal et au Mali (pays d’origine de la majorité des malades d’Afrique sub-saharienne) sont dûs à l’espèce M.africanum [14]. Les 10 souches de M.bovis isolées, soit 0,2%, provenaient dans 5 cas de localisations uro-génitales de la tuberculose, dans 3 cas de localisations ganglionnaires cervicales, dans un cas de localisation mixte pulmonaire et linguale et dans le dernier cas, d’une localisation respiratoire pure. La fréquence des localisations extra–respiratoires de la tuberculose d’origine bovine est classique et est rapportée à la voie plus souvent digestive de la contamination par M.bovis. Enfin la fréquence globale d’isolement de M.bovis, 0,2%, correspond aux données actuelles en France [14].

La thèse apporte aussi des données bactériologiques nouvelles. La première de ces données est la plus fréquente positivité de l’examen microscopique des tuberculoses extra–respiratoires chez les malades séropositifs pour le VIH que chez les malades séronégatifs. Cette plus grande fréquence de la positivité de l’examen microscopique est confirmée par le plus grand nombre de colonies isolées par la culture des prélèvements extra–respiratoires chez les malades séropositifs pour le VIH. Ceci est vraisemblablement lié au déficit immunitaire des malades séropositifs pour le VIH qui favorise la multiplication des bacilles. L’absence de réaction granulomateuse spécifique de la tuberculose ou la faible intensité de cette réaction lorsqu’elle existe est compatible avec cette explication [, , 19]

Les autres données concernent la résistance des bacilles tuberculeux aux antibiotiques. Plusieurs constatations méritent d’être soulignées. La première, surprenante et pour laquelle nous n’avons pas d’explication à proposer pour l’instant, est que la résistance secondaire, acquise après un traitement mal conduit, est aussi fréquente chez les malades atteints de tuberculose respiratoire que chez les malades atteints de tuberculose extra–respiratoire. La tuberculose extra–respiratoire étant habituellement pauvre en bacilles, les risques de sélection de mutants résistants aux antibiotiques au cours du traitement sont très réduits et donc ceux de résistance secondaire, acquise sous traitement sont en théorie très faibles. L’analyse détaillée des cas de tuberculose extra–respiratoire avec résistance secondaire devrait nous permettre de déterminer si ces cas ne correspondent pas en fait à des tuberculoses mixtes chez des sujets séropositifs VIH. Ce travail reste à faire.

La deuxième constatation est que la résistance secondaire, beaucoup plus fréquente (p=0,006) chez les malades nés hors de France (23,5%) que chez les malades nés en France (15,6%) concerne presqu’à égalité les 3 antituberculeux les plus bactéricides, INH, RMP et SM. La résistance secondaire à la SM est plus fréquente chez les malades nés hors de France vraisemblablement parce que, dans beaucoup de pays en voie de développement, l’association SM+INH est restée jusqu’à maintenant la base du traitement standard de la tuberculose. Cette supposition est en partie confirmée par le fait que chez les malades nés hors de France, 16,5% des cas déjà traités étaient porteurs d’une résistance secondaire à la SM alors qu’il n’ y a que 8,6% de résistance secondaire à la SM chez les malades nés en France. Mais, même chez les malades nés en France, la résistance secondaire à la SM, antibiotique qui n’est plus utilisé dans le traitement standard de la tuberculose depuis au moins 20 ans, est plus fréquente que la résistance secondaire à la RMP. On verra plus loin que le taux de 5% de résistance primaire à la SM chez les malades nés en France explique peut-être en grande partie le fort taux de résistance secondaire à la SM Peut être que 5% des 8,6% des résistances <<secondaires>> à la SM sont en fait des résistances <<primaires>>. Si c’était le cas, le vrai taux de résistance secondaire à la SM ne serait plus que de 3,6%.

La résistance secondaire la plus fréquente est celle qui concerne l’INH, dont le taux global est de 14,3%. Elle s’observe chez 11,6% des malades nés en France et chez 18,3% des malades nés hors de France (p=0,01). Chez les sujets nés hors de France, elle pourrait avoir avoir les mêmes causes que la résistance secondaire à la SM. Enfin, elle n’est pas plus fréquente chez les malades séropostifs VIH que chez les malades séronégatifs VIH

La résistance secondaire la plus grave est celle à l’INH + RMP, appelée multirésistance. Elle est à peine plus fréquente chez les malades nés hors de France que chez les malades nés en France. Chez ces derniers, elle est observée chez 6,1% des malades déjà traités et représente plus du tiers des résistances secondaires observées. Il en est de même chez les malades nés hors de France. Etant donné ses conséquences pour le traitement ultérieur des malades, la multirésistance mérite une surveillance étroite [31, 16] bien que sa fréquence soit stable à la Pitié–Salpêtrière de 1983 à 1995.

Le fait nouveau, et particulièrement inquiétant, est l’apparition de souches résistantes secondaires à la RMP, notamment à la RMP seule, chez les malades séropositifs pour le VIH. On peut supposer que cette résistance secondaire isolée à la RMP chez les séropositifs pour le VIH a des causes multiples : malabsorption des antibiotiques associés à la RMP [1, 28], prophylaxie antérieure anti-M.avium par la Rifabutine [3] et mauvaise adhésion au traitement des tuberculeux VIH positifs [25].

Les données concernant la résistance primaire du bacille tuberculeux aux quatres antibiotiques majeurs, indiquent que le taux de celle-ci est globalement de 6,4%, très voisin de celui qui avait été mesuré par le Centre d’Etudes sur la Résistance Primaire en France en 1964, 1967 et 1972 [5]. Durant ces années, la résistance primaire qui prédominait était la résistance à la SM : son taux était de 7,6% en 1964 ; 8,1% en 1967 et 7,4% en 1972. C’est encore elle qui prédomine actuellement avec un taux global de 5% alors que la SM n’est plus prescrite en routine depuis longtemps. Les raisons invoquées pour expliquer la persistance d’un taux élevé de la résistance primaire à la SM sont d’une part, la virulence normale des bacilles mutants résistants à la SM, par opposition à la virulence diminuée pour le cobaye des mutants résistants à l’INH et, d’autre part, la création durant les années 40 d’un important réservoir de souches résistantes à la SM en raison des monothérapies de l’époque à la SM [20]. Le maintien d’un taux élevé de résistance primaire à la SM à la Pitié-Salpêtrière pourrait être dû aussi à l’addition du taux de résistance primaire chez les malades nés en France et de celui chez les malades nés hors de France. Ce taux est de 6% chez les malades nés hors de France alors qu’il n’est que de 4% chez les malades nés en France. Enfin on peut supposer que le taux élevé de résistance primaire à la SM chez les malades nés hors de France est le reflet de la résistance secondaire fréquente à la SM (16,5%) chez ces malades.

La résistance primaire qui vient en deuxième position est la résistance à l’INH. Son taux global de 1972 à 1995 est de 3% et est resté stable durant cette période. Mesuré par le Centre d’Etudes sur la Résistance Primaire [5], il était en 1964 de 4,6% ; en 1967 de 4% et en 1972 de 4,4%. Il n’ y a donc pas eu de boulversements importants depuis 30 ans. Le taux de résistance primaire à l’INH est significativement plus élevé chez les malades nés hors de France (4%) que chez les malades nés en France (2,2%). Il est donc possible que la stabilité du taux de résistance primaire en France résulte, comme celle du taux de résistance primaire à la SM, de l’addition du taux de résistance primaire des sujets nés en France et de celui des sujets nés hors de France.

La résistance primaire à la RMP est relativement exceptionnelle. Elle n’a été observée que 7 fois en 23 ans ! Mais les 7 souches de M.tuberculosis résistantes primaires à la RMP se répartissent en 3 souches, soit 0,1%, isolées des 3062 nouveaux-cas séronégatifs VIH et 4 souches, soit 1,6%, isolées des 246 nouveaux-cas séropositifs VIH. La différence entre cas séropositifs et séronégatifs VIH est hautement significative (p=0,0008). Dans 3 cas sur 7, il s’agissait d’une résistance isolée à la RMP, dont deux chez des sujets séropositifs VIH. Comme pour la résistance secondaire, il semble donc exister une relation privilégiée entre le statut sérologique VIH et la résistance isolée à la RMP.

Les 4 cas restants correspondent à des multirésistances primaires à INH + RMP, deux d’entre elles chez 246 malades séropositifs VIH (0,8%) et deux, chez des 3 062 malades séronégatifs (0,06%). La différence est statistiquement significative (p=0,03). Chez les malades hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière, la multirésistance primaire est donc exceptionnelle, à l’opposé de ce qui a pu être observé à New-york [11]. Son existence même est cependant préoccupante pour les trois raisons suivantes  : INH et RMP sont les deux antibiotiques-clefs de la chimiothérapie moderne de la tuberculose, l’observation de quelques cas déclarés de multirésistance primaire s’accompagne certainement de nombreuses autres transmissions muettes et les raisons de la relation privilégiée qui semble exister entre résistance à RMP et statut sérologique VIH sont pour l’instant inconnues.

Chapitre 5          Conclusions

  1. Entre 1972 et 1995, 4 436 cas de tuberculose à culture positive ont été hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière, soit une moyenne de 185 malades par an. Entre 1972 et 1983, le nombre de cas a régressé annuellement de 9,8%, en passant progressivement de 280 à 153. Ensuite entre 1983 et 1995, le nombre de cas n’a régressé annuellement que de 0,07%.
  2. Entre 1983 et 1995, le nombre de cas de tuberculose chez les malades séropositifs pour le VIH est passé de 3 cas à 25 cas. L’augmentation du nombre de cas de tuberculose chez les malades séropositifs pour le VIH ne rend compte que partiellement du ralentissement de la régression du nombre de cas de tuberculose hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière depuis 1983. Les autres facteurs en cause sont vraisemblablement multiples par exemple l’augmentation de la proportion de malades nés à l’étranger.
  3. Près de la moitié (49%) des cas de tuberculose à culture positive ont été hospitalisés en pneumologie entre 1972 et 1991, mais seulement 42% entre 1992 et 1995. Parallèlement, on a assisté à une augmentation des cas de tuberculose hospitalisés dans le service des maladies infectieuses, où 5,4% des tuberculeux ont été hospitalisés entre 1972 et 1975 et 18% entre 1992 et 1995 . L’augmentation est en relation avec la séropositivité pour le VIH.
  4. Chez les 4 139 malades séronégatifs pour le VIH, 78,3% des localisations tuberculeuses sont respiratoires, 16,5% extra-respiratoires, et 5,2% mixtes. Chez les 294 malades séropositifs pour le VIH, 63,6% des localisations sont respiratoires, 16,3% extra–respiratoires, et 20,1% mixtes. La différence de proportion de localisations mixtes entre malades séronégatifs et malades séropositifs est hautement significative (p < 0,001).
  5. Sur 4 153 malades pour lesquel les antécédents thérapeutiques sont connus, 80,6% n’ont jamais été traités auparavant, 17,4% sont des cas d’échec-récidive (un ou deux épisodes antérieurs de traitement) et 2,0% des cas chroniques (au moins trois épisodes antérieurs de traitement). Il n’y a pas de différence dans la distribution des cas selon le statut VIH.
  6. La proportion des prélèvements d’origine respiratoire positifs à l’examen microscopique n’est pas différente (p=0,90) chez les malades séronégatifs pour le VIH (43,5%) et les malades séropositifs pour le VIH (42,9%). En revanche, pour les prélèvements d’origine extra–respiratoire, cette proportion est significativement plus élevée (p <0,001) chez les malades séropositifs (24,4%) que chez les malades séronégatifs (11,8%).
  7. Chez les 3 307 cas de tuberculose jamais traités, le taux global de résistance primaire à la streptomycine, l’isoniazide, la rifampicine, l’éthambutol est de 6,4% . Le pourcentage de résistance primaire à la streptomycine est de 5% et ne varie pas de façon significative entre 1972 et 1995. Elle n’est pas significativement différente chez les malades séropositifs pour le VIH et les malades séronégatifs. Le taux de résistance primaire à l’isoniazide est de 3,1% et varie de façon non significative (p=0,20) durant la période 1972-1975 où il est 3,5%, et durant la période 1992-1995 où il est de 5,2%. La résistance primaire à l’isoniazide est passée chez les malades séronégatifs de 3,9% dans la période 1972–1975 à 6,3% dans la période 1992–1995 (p=0,001), et chez les malades séropositifs, d’un cas en 1984 (7,1%) à zéro cas en 1995. La résistance primaire à l’éthambutol est de 0,2%. Il n’y a pas de différence significative entre les malades séropositifs (0,8%) et les malades séronégatifs (0,1%)(p=0,06). Le pourcentage de résistance primaire à la rifampicine est de 0,2% et varie de façon non significative de 0,1% dans la période 1972-1975 à 0,4% dans la période 1992-1995 (p=0,34). Le taux de résistance primaire à la rifampicine est de 0,1% chez les malades séronégatifs pour le VIH et de 1,6% chez les malades séropositifs. Cette différence est statistiquement significative (p=0,007).
  8. Chez les 798 cas de tuberculose déjà traités, le taux global de résistance secondaire (à l’isoniazide, la rifampicine, l’éthambutol et/ou la streptomycine) est de 18,8%. Il a augmenté de manière non significative (p=0,32) de 1972 (18,4%) à 1995 (23,2%). Le taux de résistance secondaire à la streptomycine est de 11,8%, de 14,3% à l’isoniazide, et de 4,3% à l’éthambutol. Pour ces trois antibiotiques, il n’y a pas de différence significative des taux de résistance secondaire entre les malades séropositifs pour le VIH et les malades séronégatifs. Le taux de résistance secondaire à la rifampicine est de 8,3% chez les malades séronégatifs pour le VIH et de 24,3% chez les malades séropositifs. Ce taux est significativement différent entre les malades séropositifs et les malades séronégatifs (p=0,02)
  9. La proportion de souches de M.tuberculosis à haut niveau de résistance à l’isoniazide (≥  1 mg/l) est significativement plus élevée (p=0,004) chez les cas de tuberculose déjà traités (75%) que chez les nouveaux cas (55 %). Si le niveau de résistance à l’isoniazide était chez l’homme comme chez le cobaye corrélé avec la diminution de la virulence, les souches résistantes secondaires à l’isoniazide seraient moins virulentes que les souches résistantes primaires.

Annexes

Chapitre 6  Techniques utilisées

6.1  Recueil et conservation des expectorations pour recherche de bacilles de la tuberculose

6.2  Examen au microscope des frottis d’expectoration

6.2.1  Préparation des frottis d’expectoration

  1. Identification de la lame
    1. utiliser une lame neuve, lavée et dégraissée
    2. inscrire le nom du malade et le numéro de l’examen à l’une des extrémités de la lame
  2. préparation du frottis.
    Le résultat de l’examen microscopique dépend essentiellement du choix de la particule sur laquelle le frottis sera fait. Après avoir vérifier que la lame et le cachoir portent les mêmes nom de malade, flamber l’anse métallique, la laisser refroidir et prélever dans le récipient, une parcelle de matériel purulent. Déposer la parcelle au centre de la lame et l’étaler sur les 2/3 de la surface par des petits mouvements de va et vient de l’anse. Le frottis doit être mince.
  3. Séchage
    Placer la lame sur une plaque chauffante ou sur un porte lame pour sécher l’étalement. Stériliser l’anse avant de passer à un autre prélèvement.
  4. Fixation
    Fixer le frottis en prenant la lame à l’aide d’une pince métallique, le frottis étant tourné vers le haut, en passant la lame à trois reprises
    (3 secondes) dans la flamme du bec bunsen ou en la recouvrant d’alccol pendant 5 min.

6.2.2  Coloration des frottis

Coloration non fluorescentes  :

Methode classique de Ziehl-Neelsen
  1. 1er temps  : Coloration par la Fuchsine phéniquée de Ziehl.
    Placer la lame sur un support métallique et la recouvrir de colorant de Ziehl filtré extemporanément. Chauffer doucement jusqu’à émission de vapeurs, au moyen d’un coton monté, trempé dans l’alcool et enflammé. Laisser agir 10 minutes. Chauffer dans les mêmes conditions, la lame deux fois encore. Eviter l’ebullition et le déssechement du colorant, ajouter de la fuchsine en cas de besoin.
  2. 2ème temps  : décoloration par l’acide et l’alcool.
    Rejeter la fuchsine, laver immédiatement à l’eau ordinaire. Recouvrir d’acide sulfurique dilué au 1/4 pendant 3 minutes. Laver. Recouvrir d’alcool à 90pendant 5 minutes. Laver.
  3. 3ème temps  : contre-coloration au bleu de métylène.
    Recolorer pendant 30 secondes par la solution de bleu de méthylène filtrée extemporanément sur papier. Laver abondamment à l’eau ordinaire. Laisser sécher.
Variante rapide de la méthode de Ziehl–Neelsen

Les colorants étant les mêmes que ceux employés dans la méthode classique, la préparation est colorée à chaud par la fuchsine de Ziehl pendant 3 minutes. Elle est lavée à l’eau du robinet puis décolorée par l’acide sulfurique pendant 20 secondes. Laver à l’alcool jusqu’à décoloration complète. Laver à l’eau et recolorer par la solution de bleu de méthylène pendant 30 secondes. Laver et sécher comme précédemment.

Méthode d’Armand
  1. La particularité de cette méthode est d’être non seulement plus rapide (5 minutes) mais aussi de n’utiliser que deux solutions colorantes: la fuchsine de Ziehl et le colorant d’Armand qui permet d’éprouver l’acido-alccolo résistance asssure en même temps la recoloration par le bleu de méthylène.
  2. Technique  :

Colorations fluorescentes  :

Elles sont utilisé en méthode de diagnostic

Coloration à l’auramine selon la méthode Degommier (double coloration fluorescente)
  1. Reactifs  :
    1. Solution alcool-acide  :
      • alcool absolu  : 900ml
      • Eau distillée  : 100ml
      • HCl  : 5 ml
      • NaCl  : 5g .
      • Dissoudre NaCl dans les 100 ml d’eau et ajouter l’alcool absolu et HCl
    2. Auramine
      • Solution 1  :
        • Chlorure de magnesium  : 2g
        • Phenol acqueux  : 50 ml
        • Eau distillée q.s.p  : 500ml
      • Solution 2  :
        • AuramineO : 1g
        • Eau distillée: 500 ml
        • Verser l’auramine lentement dans l’eau en agitant.
        • Verser lentement la solution 2 dans la solution 1 en agitant. Filtrer. Le filtrat est recueilli dans un flacon teinté et conservé à l’abri de la lumière et au réfrigérateur.
    3. Rouge thiazine
      • Rouge tiazine  : 2g
      • Chlorure de magnesium  : 50ml
      • Eau distillée q.s.p 1000ml
      • Conserver dans un flacon teinté à l’abri de la lumière et au réfrigérateur.
  2. Technique  :
    1. Le frottis, séché est fixé par l’alcool méthylique ou à l’alcool à 90 pendant 10 minutes puis rincer à l’eau distillée.
    2. 1er temps: coloration à l’auramine
      - Recouvrir le frottis de la solution d’auramine et laisser agir 15 minutes. Rincer à l’eau distillée
    3. 2ème temps: décoloration
      - recouvrir le frottis de la solutio d’acide -alcool et laisser agir 2 min. Rincer à l’eau distillée.
    4. 3ème temps: coloration par le rouge thiazine
      - Recouvrir le frottis de la solution de rouge thiazine et laisser agir 5 minutes. Rincer à l’eau distillée. Laisser sécher à l’air ou à l’étuve.

6.2.3  Lecture des frottis colorés pour recherche de bacilles de la tuberculose

Colorés par la méthode de Ziehl-Neelsen

  1. microscopie
  2. Technique de lecture  : examiner le frottis de manière systématique par exemple de gauche à droite puis de bas en haut puis de droite à gauche puis de haut en bas.
    1. examiner chaque champ microscopique de manière systématique en commençant par la périphérie du champ et en terminant par le centre.
    2. examiner au moins 100 champs microscopiques (ce qui correspond à environ une longueur de frottis et prend environ 5 min). Si aucun bacille acido-alcoolo-résistant n’est trouvé dans ces 100 champs, examiner 100 champs supplémentaires.
    3. les bacilles de la tuberculose qui sont des bacilles acido–alcoolo–résistants (b.a.a.r.) apparaissent comme des bâtonnets rouges (légèrement incurvés, plus ou moins granuleux, isolés ou groupés) sur fond bleu.
    4. compter les b.a.a.r. dans chaque champ et faire la moyenne : reporter les résultats sur le cahier spécial portant la liste des malades et le numéro des examens.
    5. plonger ensuite la lame dans le toluène (ou le xylol) pour éliminer l’huile. La conserver dans une boîte spéciale.
  3. Expression des résultats  :
  4. Il est important de noter le nombre de bacilles qui permet d’apprécier la sévérité de la maladie, le degré d’infectivité du malade. De plus, la répétition des examens sous traitement permettra de suivre l’évolution de la richesse bacillaire des crachats et de prévoir l’efficacité ou non du traitement.

Colorés par la méthode fluorescente

  1. Le microscope à fluorescence comprend un équipement spécial  : source de lumière riche en rayonnement bleu et ultraviolets (lampe à vapeur de mercure à haute pression) et une combinaison appropriée de filtre d’excitation et de filtre d’arrêt permettant d’une part la sélection des rayons d’excitation de la fluorescence de l’auramine et d’autre part l’arrêt des rayons UV avant leur arrivée dans l’oeil de l’examinateur
  2. Utilisation du microscope à fluorescence
  3. Technique de lecture  :
    Elle est identique à celle utilisée pour les frottis colorés par la méthode de Ziehl-Neelsen. Avec cette coloration à l’auramine, les b.a.a.r. apparaissent en vert brillant sur fond rouge sombre. Les artéfacts sont plus nombreux qu’avec la méthode de Ziehl-Neelsen.
  4. Expression des résultats  :
    1. Préciser le nombre de b.a.a.r. par champ (objectif x 25).
      • absence de b.a.a.r.
      • moins de 1 b.a.a.r. par champ mais plus de 10 sur la lame
      • de 1 à 9 b.a.a.r. par champ
      • de 10 à 99 b.a.a.r. par champ
      • plus de 100 b.a.a.r. par champ.
    2. N.B.  :
      • Un résultat douteux peut être contrôlé <<en surcolorant>> par la méthode de Ziehl-Neelsen, la préparation déjà colorée par l’auramine (sans décoloration préalable).
      • Un nombre de b.a.a.r. compris entre 1 et 10 sur la totalité de la lame est considéré comme douteux  : l’examen, sauf renseignements particuliers, ne doit pas être rendu positif mais doit être répété sur d’autres échantillons.
      • La conservation des frottis colorés par l’auramine se fait à l’abri de la lumière pour éviter la déperdition de la fluorescence.

6.3  Mise en culture des expectorations pour recherche de bacilles de la tuberculose, surveillance des cultures, expression des résultats

Methodes de décontamination  :

Les produits pathologiques contaminés par des bactéries commensales doivent être débarrassées des contaminants avant d’être ensemencées. Cest le cas de tous les types de prélèvements d’expectoration: crachats, tubages gastriqures, aspirations bronchiques, lavages broncho-alvéolaires; des urines, des pus de collections ouvertes telles que les adénopathies fistulisées par exemple ou tout autre prélèvement suspect d’avoir été souillé par des germes de l’environnement. Décontamination des expectorations.

Méthode à la soude de Petroff
  1. Réactifs  :
  2. Technique  :
Methode au Lauryl-sulfate ( méthode de tacquet et Tison)
  1. Réactifs
  2. Technique  :
  3. N.B.
Methode de décontamination à l’acétyl-cystéine sodique

Cette méthode doit être utilisée pour la décontamination des prélèvements sur lesquels on appliquera les techniques de biologie moléculaire ou qui doivent être ensemencés sur milieu synthétique comme les milieux de Middlebrook en plus de la culture sur milieu de Löwenstein-Jensen.

  1. Réactifs  :
  2. Technique  :
  3. Incubation  :

culture sur des biopsies

  1. Biopsies non contaminées  :
  2. Biopsies contaminées  : Préparer la biopsie comme précedemment, puis

Décontamination des urines

  1. On fait centrifuger la plus grande quantité possible d’urines (10 minutes à 3000 tours / minutes).
  2. On traite le culot de centrifugation comme les expectorations soit par la méthode au lauryl sulfate de sodium, soit par la méthode à la N acétyl cystéine sodique

Autres prélèvements non contaminés  : Liquide céphalo rachidien, liquides pleuraux etc…

Ces prélèvements sont ensemencés directement sur milieux de cultures. Le nombre de tubes de milieu doit être plus important que pour les prélèvements d’expectorations du fait de leur pauvreté en bacilles pour augmenter les chances d’isolement.

Expression des résultats

  1. La réponse <<culture négative>> est toujours accompagnée de la date à laquelle les tubes ont été examinés. Jusqu’à la fin du 3eme mois, cette réponse est provisoire.
  2. La réponse culture positive est rendue dès l’apparition des colonies caractéristiques de bacilles de la tuberculose. Quand elle est disponible, la technique d’hybridation avec la sonde spécifique de complexe tubberculosis est faite avant la rédaction de la réponse au clinicien
  3. Les résultats doivent être exprimés quantitativement rendant compte de la richesse en nombre de colonies:

6.4  Epreuves biochimiques

Elles permettent l’identification du M. tuberculosis

6.4.1  Niacine–test

  1. Réactifs  :
  2. Technique  : à effectuer sous hotte à aspiration (ou devant une fenêtre ouverte).
  3. la lecture se fait, sans avoir agité le tube, 5 min. après avoir ajouté le bromure.
  4. NB  : le niacine-test (ou épreuve à la niacine) recherche l’accumulation de niacine. Il faut donc l’effectuer sur des cultures âgées (42 jours sur milieu de L.Jensen).

6.4.2  Recherche de l’activité de l’activité catalasique

  1. Réactif  :
  2. utilisation
  3. Technique  :
  4. Lecture  :

6.4.3  Recherche de l’activité Nitrate–Réductase

Méthode de Virtanen.

  1. Préparation des réactifs  :
  2. Réactifs de Griess  :
  3. Technique  :
  4. Lecture  :

6.5  Mesure de la sensibilité des bacilles de la tuberculose aux antibiotiques

6.5.1  Méthode indirecte, à partir des colonies de la primoculture

Technique

  1. préparation de la suspension bacillaire  :
    1. prélever avec une spatule environ 5 mg de culture (2 à 3 spatules). Les placer dans un ballon stérile contenant une trentaine de billes de verre de 3 à 5 mm de diamètre.
    2. agiter le ballon à sec pendant 30 secondes.
    3. ajouter 0,1 ml d’eau distillée stérile - agiter 15 secondes.
    4. ajouter 5 ml d’eau distillée stérile - agiter 15 secondes.
  2. Etalonnage  :
    1. Transférer la suspension dans un tube à essai stérile et ajuster l’opacité (en ajoutant de l’eau distillée stérile) à l’opacité d’une suspension bacillaire de B.C.G. à 1 mg/ml.
    2. A partir de cette suspension, préparer successivement 3 dilutions en eau distillée stérile: 10−1mg/ml, 10−3mg/ml et 10−5mg/ml (en tube à essai 1 + 9 → 10−1 1 + 9 → 10−2 1 + 9 → 10−3 1 + 9 → 10−4 et 1 + 9 → 10−5).
  3. Ensemencement des tubes :
    1. 0,2 ml de la suspension à 10−1mg/ml sur deux tubes de milieu de Löwenstein–Jensen (LJ) non imprégnés d’antibiotiques ainsi que sur  :
      • 1 tube LJ imprégné de 0,1 mg/l d’isoniazide (INH)
      • 1 tube LJ imprégné de 0,2 mg/l d’INH
      • 1 tube LJ imprégné de 1 mg/l d’INH
      • 1 tube LJ imprégné de 10 mg/l d’INH
      • 1 tube LJ imprégné de 4 mg/l de streptomycine (SM)
      • 1 tube LJ imprégné de 0,5 mg/l de PAS
      • 1 tube LJ imprégné de 40 mg/l de rifampicine (RMP)
      • 1 tube LJ imprégné de 2mg/l d’éthambutol (EMB);
    2. 0,2 ml de la suspension à 10−3 mg/ml sur une même série de tubes témoins et avec antibiotiques.
    3. 0,2 ml de la suspension à 10−5 mg/ml sur une même série de tubes.
  4. Incubation à l’étuve à 37C.

    Les tubes sont disposés en position inclinée, bouchon non complètement vissé afin que l’excès de liquide s’évapore.

    Après 3 à 4 jours d’incubation quand la totalité du liquide est évaporé le bouchon est vissé sans être bloqué.

La lecture est faite aux 28eme et 42eme jour d’incubation  :

  1. compter le nombre de colonies sur les tubes témoins ainsi que le nombre de colonies sur les tubes imprégnés d’antibiotique,
  2. en déduire la proportion de colonies à bacilles résistants

Interprétation


Tableau 6.1: Exemple de mesure de la sensibilité aux antibiotiques
 
Tubes témoinsINHSMPASRMPEMB
(a)   (b)0,10,211040,5402
10-11   ∞002000
10-3∞   ∞300000000
10-510   30105000000
1
colonies incomptables

Pour calculer la proportion de bacilles résistants, il faut connaitre exactement le nombre total de bacilles ensemencés et le nombre de bacilles résistants (1 colonie = 1 bacille)

  1. nombre de bacilles ensemencés = nombre de colonies sur tubes témoins
  2. nombre de bacilles résistants  : nombre de colonies sur milieu imprégné d’antibiotiques.
  3. ce qui fait que  :

Expression des résultats

Les résultats sont rendus après 28 jours d’incubation sur une feuille où figurent le nombre des bacilles total ensemencés le nombre des bacilles résistants à chacun des antibiotiques, la proportion de bacilles résistants et l’interprétation.

Ces résultats peuvent être réajustés au 42eme jour de culture, la technique ayant été validée pour une lecture faite après 42 jours d’incubation.

6.5.2  Méthode directe

Un antibiogramme peut être fait directement sur prélèvement, si ce dernier montre au moins un bacille par champ microscopique après coloration à l’auramine. Après décontamination du prélèvement, le produit pathologique est ensemencé sur les tubes témoins et les tubes additionnés d’antibiotiques.

Technique

  1. Diluer le culot de centrifugation dans l’eau distillée stérile de manière à obtenir un volume juste suffisant pour ensemencer la totalité des tubes (témoins et imprégnés d’antibiotiques) et faire les dilutions  : il faudra obtenir 4 ml de suspension (suspension mère) (0,20 ml x 10 pour ensemencement + 2 ml pour les dilutions).
  2. Diluer la suspension mère (Pur) dans l’eau distillée pour obtenir la dilution à 10−2 = 0,1 ml dans 9 ml et de même 1 ml de cette dernière dans 9 ml pour 10−3.
  3. Ensemencer la préparation (Pur) et la dilution à 10−2 sur 2 tubes témoins et sur les tubes imprégnés d’antibiotiques à raison de 0,2 ml par tube (id. méthode indirecte).
  4. Ensemencer la dilution à 10−3 sur 2 tubes témoins.

Lecture et expression de sensibilité

Les méthodes de lectures et d’interprétation sont identiques à celles de la méthose indirecte.

6.5.3  Test complémentaire de sensibilite  : (direct ou indirect)

Dans le cas de résistance de la souche de bacilles tuberculeux à l’INH et/ou la RMP, on est amené à tester la sensibilité à des antituberculeux supplémentaires, pyrazinamide, cyclosérine, kanamycine, capréomycine, prothionamide et éventuellement les nouvelles quinolones et la rifabutine.

  1. Pour mesurer la sensibilité à la cycloserine, la kanamycine, la capréomycine et au prothionamide, il suffit d’ajouter à la série de tubes citée plus haut (cf. méthode indirecte) des tubes de LJ imprégnés d’antibiotiques aux concentrations suivantes  :
    cyclosérine30 mg/l
    kanamycine20 mg/l
    capréomycine20 mg/l
    prothionamide20 mg/l
    thiacetazone (TB.)2 mg/l
  2. Pour tous ces antibiotiques, le pourcentage critique est de 10%.
  3. La résistance aux thioamides et la résistance à la thiacetazone sont souvent croisées et la résistance à la thiacetazone est souvent <<annonciatrice>> de la résistance aux thioamides. Les thioamides sont thermolabiles et se conservent mal. Les tubes avec thioamides incorporés ne sont pas disponibles dans le commerce. Il faut les fabriquer et ne pas les conserver plus de 2 mois. Il faut toujours se méfier des fausses résistances aux thioamides et s’appuyer plus volontiers sur les résultats de la thiacetazone. Les résultats pour la thiacetazone ne doivent pas être rendus au clinicien, la thiacetazone ne pouvant pas être délivrée en France.
  4. Pour le pyrazinamide (PZA) qui n’est actif qu’en milieu acide, il faut ajouter 2 tubes de LJ témoins à pH acide (pH = 5.5) et 1 tube de LJ à pH acide imprégné de PZA à la concentration de 200 mg/l.
  5. Nouvelles quinolones (sparfloxacine). Pour mesurer la sensibilité à la sparfloxacine, on effectue une mesure de concentration minima inhibitrice (CMI) en ensemençant avec la dilution 10−1mg/ml des tubes de milieu de Löwenstein–Jensen contenant 0,06  ;0,12  ; 0,25  ; 0,5  ; 1  ; 2  ; 4  ; 8 et 16 mg/l de sparfloxacine. La CMI est la concentration minima pour laquelle on observe plus de 99 % d’inhibition de culture.
  6. Rifabutine. En cas de résistance (démontrée ou suspectée) à la rifampicine, il faut aussi mesurer la sensibilité à la rifabutine. Pour cela, on utilise des tubes de milieux de Löwenstein-Jensen contenant 5 mg/l de rifabutine (qui ne sont pas disponibles dans le commerce). Ils sont ensemencés comme le sont les tubes contenant la RMP. Le pourcentage critique à utiliser est de 1%.

    6.5.4  Test de sensibilité pour les souches de croissance difficile (M.bovis, M.africanum)

    1. certaines souches de croissance difficile se développent beaucoup mieux sur tube de milieu de Löwenstein–Jensen <<bouchés coton>> (meilleure aération)  : on peut dans ce cas effectuer l’antibiogramme en utilisant des tubes bouchés coton.
    2. on ne peut pas enrichir les tubes de milieu avec du pyruvate de sodium car celui-ci inhibe l’action de l’INH, de la cyclosérine et du TCH, et à un moindre degré de l’EMB et de la kanamycine. En revanche, le pyruvate potentialise l’effet des thioamides. Il serait sans effet pour la SM, le PAS, la RMP, le PZA, la capréomycine et le TB1.

 

6.6  Divers




           Mycobacterium tuberculosis (Pitié Salpêtrière 1972-1995)
------------------------------------------------------------------------------
 1- num<idnum>                                        Année  de la fiche ##

 2- Demographie :
Nom    <A                   >    Prenom<A                >       sexe <A>
DN     <dd/mm/yy>                Age   ##

Service   d'hospitalisation #         Pays de naissance     #

 3- Statut  VIH #  T4/ml  ###

 4- Histoire de la tuberculose ( classification OMS )   OMS #

*Nouveau cas : TB chez un malade jamais encore traité ou traité depuis moins
d'un mois.
*Rechute : malade redevenu culture positive apres avoir été considéré comme
guéri à la suite d'un épisode thérapeutique antérieur.
*Echec : malade à culture positive 5 mois ou plus apres un debut thérapeutique.
*Chronique : malade resté culture positive apres au moins un retraitement.

 5- Localisations    | Examen microscopique     |   Culture  la
 respiratoire, LCR   | (a été + au moins 1 fois |   plus riche
 gg cervicaux,os,etc | dans la localisation)    |   dans la localisation

   Localisation1 #         microscope1 #            culture1 #
   Localisation2 #         microscope2 #            culture2 #
   Localisation3 #         microscope3 #            culture3 #
   Localisation4 #         microscope4 #            culture4 #
   Localisation5 #         microscope5 #            culture5 #

 6- Identification :          Idsouche #
 7- Date du premier prelevement positif :  Dateprel <dd/mm/yy>
 8- Antibiogramme :          atbdirect #
SENSIBLE à tous les antibiotiques testés :  SATOUT #

INH<A>   NIVINH#     SM  <A>  PAS     <A>     RMP<A>    EMB<A>
CS <A>   KA  <A>     CAP <A>  THIO    <A>     TB1<A>
PZA<A>   PZAse #     FLUO<A>  CMIFLUO ## (CMI : Oflo inf à 4mg/l=S, Peflo inf
                                          à 32mg/l=S, Sparflo inf à 1mg/l=S)
 9- Conclusion clinique :
Détail sur Tuberculose ##   Localisation de la tuberculose #

Comment<A                                                                      >

Figure 6.1: Le masque de saisie des fiches des patients


1
la lampe est en principe changée après 200 heures d’utilisation. Noter les heures d’utilisation.
2
le microscope ne doit jamais être allumé de nouveau avant que la lampe ne soit bien refroidie

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Résumé

to 15cm La recrudescence mondiale de la tuberculose et la dissémination inquiétante des souches de Mycobacterium tuberculosis multirésistantes aux antibiotiques nous ont conduit à étudier l’évolution du nombre et de la nature des cas de tuberculose bactériologiquement confirmée hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière entre 1972 et 1995, ainsi que l’évolution de la résistance aux antibiotiques chez ces mêmes cas. Les méthodes de culture, d’isolement, et d’identification de M.tuberculosis ainsi que la mesure de la sensibilité aux antibiotiques (par la méthode des proportions) sont restées similaires pendant toute la période d’étude. Les données concernant les antécédents thérapeutiques du malade et la localisation de la tuberculose, ont été recueillies prospectivement au cours de la période d’étude sur un formulaire standardisé. L’ensemble des informations bactériologiques et cliniques a été informatisé et analysé avec le logiciel Epi Info version  6 (CDC, Atlanta, USA).

Entre 1972 et 1995, 4 436 cas de tuberculose à culture positive ont été hospitalisés à la Pitié–Salpêtrière. Entre 1972 et 1983, le nombre des cas hospitalisés a baissé annuellement de 9,8% puis de 0,07% entre 1983 et 1995. L’augmentation du nombre des cas de tuberculose chez les sujets séropositifs pour le VIH (3 cas en 1983, 25 cas en 1995) ne rend compte que partiellement du ralentissement de la régression annuelle des cas observés entre 1983 et 1995.

La majorité des cas de tuberculose sont de localisation respiratoire  (77,3%). Les sujets séropositifs pour le VIH ont significativement plus de localisations mixtes (20,1%) que les malades séronégatifs pour le VIH (5,2%) et les localisations extrarespiratoires sont plus souvent à examen microscopique positif chez les sujets séropositifs pour le VIH que chez les sujets séronégatifs (p<0,001).

La proportion de malades jamais traités auparavant est de 80,6%. Chez ces malades, le taux de résistance primaire est de 6,4%. Seul le taux de résistance primaire à la rifampicine est plus élevé chez les malades séropositifs pour le VIH (1,6%) que chez les malades séronégatifs  (0,5%). Le taux de résistance primaire à la streptomycine est resté stable de 1972 à 1995  (5%).

La proportion de malades déjà traités est de 19,4%. Chez ces malades, le taux de résistance secondaire est de 18,8%. Seul le taux de résistance secondaire à la rifampicine est plus élevé chez les malades séropositifs pour le VIH (24,3%) que chez les malades séronégatifs (8,3%, p=0,02).


Mots clés  :Tuberculose  ; Épidémiologie  ;
Antibiotiques  ; Résistances  ; Sida  ; Epi–Info

Ce document a été traduit de LATEX par HEVEA